اصلاح نژاد موجودات، تولید محصولی از موجود با دست بردن در ژن ها از نظر مطلوب کردن صفات بطور دلخواه می باشد و در واقع محور اصلی اصلاح نژاد، بهگزینی است. بسیاری از DNA های هورمون رشد و دیگر ژن های پستانداران، مرغ و خود ماهی بمنظور تسریع رشد به داخل تخم های ماهی منتقل می شوند. با وجود این،نتیجه این انتقال به میزان زیادی به عملکرد درست عناصر تنظیم کننده بستگی دارد. البته این ژنها برای انتقال به هر گونه ای ممکن است مطلوب نباشند بدلیل:

1) عملکرد اختصاصی بافت غیر مطلوب
2) اثرات جانبی که منجر به مختل کردن دیگر عملکردها می شود.

تعریف ماهی ترانس ژن(اصلاح نژاد شده) :
این ماهی که دارای یک یا بیشتر از یک ژن خارجی می شود. ژنهای خارجی بطور انتخابی با تزریق میکروسکوپی در داخل تخم وارد می شوند. این پروژه در علم مهندسی ژنتیک در سال 1970 و همچنین 1980 انجام گرفت. ممکن است تزریق میکروسکوپی چنین ژنهایی در داخل تخم حیوانات تولید موجودات ترانس ژن را کند. این تکنیک بعدا برای ماهی بکار برده شد و تعداد بسیار زیادی از ماهیان ترانس ژن در سال 1989 تولید گردید مثل:
الف) ماهی سالمون اقیانوس اطلس که به آن، ژن پروتیین ضد انجماد از ماهی فلاندر قطب تزریق گردیده که این کار بمنظور مقاومت در برابر دماهای پایین آب های قطب در سالمون انجام گردید بطوری که زیستگاه این سالمون می تواند تا آبهای قطبی هم کشیده شود و در نتیجه به سرما خیلی مقاوم تر شده اند.

ب) ماهیان خوراکی قزل آلا، تیلاپیا و گربه ماهی و ... که ژن هورمون رشد را از انسان، موش و دیگر پستانداران دریافت کرده اند که اصلاح نژاد بمنظور تولید گسترده این ماهیان صورت گرفت.

ج)همچنین می توان ژن مقاومت به بیماری و ژن مقاومت محیطی مثل متالوتیونین(که با فلزات سنگین باند می شود و از اثر سمی و بیماریزای آنها جلوگیری می کند) که اگر به ماهی منتقل شوند ماهی ها را در برابر فلزات سنگین حاصله از فاضلاب کارخانجات و یا نفت کش ها و ... مقاوم می کند .

اما در کل ماهی برای عمل ترانس ژنی شدن دارای مشکلاتی می باشند:
1) لایه کوریونی تخم آنها ضخیم و چند لایه است پس تزریق میکروسکوپی درآنها مشکل است و بایستی تزریق از راه دهانه میکروپیلی تخم صورت پذیرد.
2) دیگر اینکه تخم ماهی پر زرده است و ممکن است ژنها قبل از رسیدن به ژنوم هضم شوند که برای تولید انبوه مناسب نیست چون به تک تک تخم ها بایستی تزریق شود.
3) روش دیگر که نفوذ الکتریکی یا Electroporation است که تخم های لقاح یافته را داخل حمام گذاشته و با پالس های الکتریکی یک تعداد ژن وارد تخم ها می شود حسن این کار این است که انتقال ژن بطور انبوه است ولی موفقیت در آن محدودیت دارد.

ژن ها و ماهیان ترانس ژنیک(اصلاح نژاد شده):
Zhu اولین کسی بود که ژن انسولین انسانی را به تخم های ماهی کپور کاراس و سگ ماهی تزریق کرد. ژن هورمون رشد انسانی اولین ژنی بود که با موفقیت بمنظور تولید چنین موجودات ترانس ژنی استفاده گردید.
ژنهای هورمون رشد قزل آلای رنگین کمان و ماهی آزاد پس از سال 1986 در دسترس قرار گرفت که موفقیت با هورمون پستانداران فقط 50 درصد بود بنابراین نیاز فوری برای ساختن ترانس ژنی از این ماهیان وجود دارد.
تکنولوژی ماهیان ترانس ژن بمنظور افزایش میزان رشد ماهیان خوراکی و مقاومت در برابر انجماد در ماهی Zebra fish و medaka استفاده گردید.

اما در آسیا با توجه به بحران های صورت گرفته، تولید ماهی مقاوم به خشکی و بیماری نیاز ضروری و اصلی است و می بایست در این زمینه بررسی های لازم صورت گیرد.


در زیر مزایا و معایب استفاده از تخم ماهی بعنوان مدل دستکاری آمده است:
- مزایا:
لقاح خارجی و مصنوعی، امکان اختلاط تخمک و اسپرم، رسیدگی گامت ها بطور مصنوعی که امکان پذیر است. تخم ها بزرگ و گوناگون بوده و به آسانی بعد از لقاح نگاهداری شده و حداکثر تنوع را دارا بوده و توسعه جنینی سریعتری را دارا می باشند.
تخم های ماهی قابلیت تاه خوردگی کروموزوم های جنسی را دارا بوده از این رو امکان تولید صدها کلونی از یک والد فراهم می گردد.

- معایب:
در بسیاری از گونه ها هسته های زایگوت ها خیلی کوچک است و قابل مشاهده نیست از اینرو تزریق میکروسکوپی نوکلئوپلاسم در داخل هسته های اووسیت از ماهی تخمگذار و زنده زا تنها در تعدادی گونه ها ممکن می گردد. هسته های اووسیت بیشتر از 1000 بار بزرگتر از پستانداران است و پوشش کوریونی تخم خیلی محکم و مقاوم است.

دستکاری ژنی:
برای این منظور تکنیک های دستی و فیزیکی بکار می رود چنین تکنیک هائی نیاز به سوزن های ریزی با کمتر از 1/ 0 میکرومتر ضخامت و پیپت های کوچک و نیز نگهدارنده پیپت بمنظور تزریق میکروسکوپی درست نیاز است و تزریق میکروسکوپی از ژن هورمون رشد گاو و موش در تخم ماهی تیلاپیا با موفقیت انجام شده است. تخم ماهی تیلاپیا بسیار مات است و کوریون سختی دارد از این رو کار در آن حتی با سوزن خیلی کوچک مشکل است بنابراین DNA بیگانه بداخل دیسک ژرمینال از میان میکروپیل قبل از شروع تقسیم سلولی با یک دستکارنده کوچک تزریق می گردد.همچنین تزریق میکروسکوپی ژن هورمون رشد در تخم ماهیZebra fish بوسیله تزریق در داخل سیتوپلاسم قبل از اولین تقسیم با موفقیت انجام گردید.
در ماهیان کوشش های اولیه در زمینه اصلاح نژاد در گلد فیش ها و سگ ماهی ، تیلاپیا، قزل آلا و ماهی آزاد و Zebra fish صورت گرفت و این دستکاری های ژنی، افق جدیدی از آبزی پروری را در گذر زمان در تحقیقات در زمینه سرمایه گذاری ژنی فراهم می سازد.

روش های انتقال ژنی و مزایا و معایب آن:
- تزریق میکروسکوپی:
مزایا:
تزریق دقیق در جایگاه مطلوب در تخم مانند هسته.
سیتوپلاسم که اجازه برآورد کمی از ژن تزریقی را می دهد.


معایب:
زمان بر، نیاز به مهارت،ایجاد تغییر بدلیل صدمه و آسیب سوزن تزریق.

- نفوذ الکتریکی:
مزایا:
به محرک ها اجازه می دهد که به DNA خارجی وارد شده و تولید ماهی ترانس ژن می کند که روش بسیار مناسبی در برخی گونه های ماهی است که تخم های آنها برای تزریق میکروسکوپی بسیار کوچکند.

معایب:
مشکل، ارزیابی کمیت واقعی ژن بیگانه یا خارجی است که به سلول ها وارد می گردد و همچنین سبب مرگ ومیر نسبتا بالا می گردد.

- انتقال اسپرم واسط:
مزایا:
فقدان آکروزوم در اسپرم ماهی که یک میدان عمل وسیع تر را برای انتقال اسپرم واسط فراهم می آورد.

معایب:
فوائد آن بیشتر در پرندگان است اما در ماهی و پستانداران هنوز جای بررسی دارد.


اما استفاده از ترانس ژنها با انتخاب صفات مطلوب به تولید ماهی مطلوب نر و ماده کمک می کند. چینی ها سگ ماهی بزرگی مشابه موش با استفاده از تزریق میکروسکوپی ژن هورمون رشد انسانی تولید کرده اند که نشان می دهد این روش ها در صورت بکاربرده شدن در شیلات کاربرد زیادی در پرورش ماهی دارد.
اما آنچه که در اصلاح نژاد ماهی حائز اهمیت است بطور خلاصه عبارتند از:
- رشد سریع تر
- طول عمر بیشتر
- تغذیه نس

اصلاح نژاد موجودات، تولید محصولی از موجود با دست بردن در ژن ها از نظر مطلوب کردن صفات بطور دلخواه می باشد و در واقع محور اصلی اصلاح نژاد، بهگزینی است. بسیاری از DNA های هورمون رشد و دیگر ژن های پستانداران، مرغ و خود ماهی بمنظور تسریع رشد به داخل تخم های ماهی منتقل می شوند. با وجود این،نتیجه این انتقال به میزان زیادی به عملکرد درست عناصر تنظیم کننده بستگی دارد. البته این ژنها برای انتقال به هر گونه ای ممکن است مطلوب نباشند بدلیل:
1) عملکرد اختصاصی بافت غیر مطلوب
2) اثرات جانبی که منجر به مختل کردن دیگر عملکردها می شود.

تعریف ماهی ترانس ژن(اصلاح نژاد شده):
این ماهی که دارای یک یا بیشتر از یک ژن خارجی می شود. ژنهای خارجی بطور انتخابی با تزریق میکروسکوپی در داخل تخم وارد می شوند. این پروژه در علم مهندسی ژنتیک در سال 1970 و همچنین 1980 انجام گرفت. ممکن است تزریق میکروسکوپی چنین ژنهایی در داخل تخم حیوانات تولید موجودات ترانس ژن را کند. این تکنیک بعدا برای ماهی بکار برده شد و تعداد بسیار زیادی از ماهیان ترانس ژن در سال 1989 تولید گردید مثل:
الف) ماهی سالمون اقیانوس اطلس که به آن، ژن پروتیین ضد انجماد از ماهی فلاندر قطب تزریق گردیده که این کار بمنظور مقاومت در برابر دماهای پایین آب های قطب در سالمون انجام گردید بطوری که زیستگاه این سالمون می تواند تا آبهای قطبی هم کشیده شود و در نتیجه به سرما خیلی مقاوم تر شده اند.

ب) ماهیان خوراکی قزل آلا، تیلاپیا و گربه ماهی و ... که ژن هورمون رشد را از انسان، موش و دیگر پستانداران دریافت کرده اند که اصلاح نژاد بمنظور تولید گسترده این ماهیان صورت گرفت.

ج)همچنین می توان ژن مقاومت به بیماری و ژن مقاومت محیطی مثل متالوتیونین(که با فلزات سنگین باند می شود و از اثر سمی و بیماریزای آنها جلوگیری می کند) که اگر به ماهی منتقل شوند ماهی ها را در برابر فلزات سنگین حاصله از فاضلاب کارخانجات و یا نفت کش ها و ... مقاوم می کند .

اما در کل ماهی برای عمل ترانس ژنی شدن دارای مشکلاتی می باشند:
1) لایه کوریونی تخم آنها ضخیم و چند لایه است پس تزریق میکروسکوپی درآنها مشکل است و بایستی تزریق از راه دهانه میکروپیلی تخم صورت پذیرد.
2) دیگر اینکه تخم ماهی پر زرده است و ممکن است ژنها قبل از رسیدن به ژنوم هضم شوند که برای تولید انبوه مناسب نیست چون به تک تک تخم ها بایستی تزریق شود.
3) روش دیگر که نفوذ الکتریکی یا Electroporation است که تخم های لقاح یافته را داخل حمام گذاشته و با پالس های الکتریکی یک تعداد ژن وارد تخم ها می شود حسن این کار این است که انتقال ژن بطور انبوه است ولی موفقیت در آن محدودیت دارد.

ژن ها و ماهیان ترانس ژنیک(اصلاح نژاد شده):
Zhu اولین کسی بود که ژن انسولین انسانی را به تخم های ماهی کپور کاراس و سگ ماهی تزریق کرد. ژن هورمون رشد انسانی اولین ژنی بود که با موفقیت بمنظور تولید چنین موجودات ترانس ژنی استفاده گردید.
ژنهای هورمون رشد قزل آلای رنگین کمان و ماهی آزاد پس از سال 1986 در دسترس قرار گرفت که موفقیت با هورمون پستانداران فقط 50 درصد بود بنابراین نیاز فوری برای ساختن ترانس ژنی از این ماهیان وجود دارد.
تکنولوژی ماهیان ترانس ژن بمنظور افزایش میزان رشد ماهیان خوراکی و مقاومت در برابر انجماد در ماهی Zebra fish و medaka استفاده گردید.

اما در آسیا با توجه به بحران های صورت گرفته، تولید ماهی مقاوم به خشکی و بیماری نیاز ضروری و اصلی است و می بایست در این زمینه بررسی های لازم صورت گیرد.


در زیر مزایا و معایب استفاده از تخم ماهی بعنوان مدل دستکاری آمده است:
- مزایا:
لقاح خارجی و مصنوعی، امکان اختلاط تخمک و اسپرم، رسیدگی گامت ها بطور مصنوعی که امکان پذیر است. تخم ها بزرگ و گوناگون بوده و به آسانی بعد از لقاح نگاهداری شده و حداکثر تنوع را دارا بوده و توسعه جنینی سریعتری را دارا می باشند.
تخم های ماهی قابلیت تاه خوردگی کروموزوم های جنسی را دارا بوده از این رو امکان تولید صدها کلونی از یک والد فراهم می گردد.

- معایب:
در بسیاری از گونه ها هسته های زایگوت ها خیلی کوچک است و قابل مشاهده نیست از اینرو تزریق میکروسکوپی نوکلئوپلاسم در داخل هسته های اووسیت از ماهی تخمگذار و زنده زا تنها در تعدادی گونه ها ممکن می گردد. هسته های اووسیت بیشتر از 1000 بار بزرگتر از پستانداران است و پوشش کوریونی تخم خیلی محکم و مقاوم است.

دستکاری ژنی:
برای این منظور تکنیک های دستی و فیزیکی بکار می رود چنین تکنیک هائی نیاز به سوزن های ریزی با کمتر از 1/ 0 میکرومتر ضخامت و پیپت های کوچک و نیز نگهدارنده پیپت بمنظور تزریق میکروسکوپی درست نیاز است و تزریق میکروسکوپی از ژن هورمون رشد گاو و موش در تخم ماهی تیلاپیا با موفقیت انجام شده است. تخم ماهی تیلاپیا بسیار مات است و کوریون سختی دارد از این رو کار در آن حتی با سوزن خیلی کوچک مشکل است بنابراین DNA بیگانه بداخل دیسک ژرمینال از میان میکروپیل قبل از شروع تقسیم سلولی با یک دستکارنده کوچک تزریق می گردد.همچنین تزریق میکروسکوپی ژن هورمون رشد در تخم ماهیZebra fish بوسیله تزریق در داخل سیتوپلاسم قبل از اولین تقسیم با موفقیت انجام گردید.
در ماهیان کوشش های اولیه در زمینه اصلاح نژاد در گلد فیش ها و سگ ماهی ، تیلاپیا، قزل آلا و ماهی آزاد و Zebra fish صورت گرفت و این دستکاری های ژنی، افق جدیدی از آبزی پروری را در گذر زمان در تحقیقات در زمینه سرمایه گذاری ژنی فراهم می سازد.

روش های انتقال ژنی و مزایا و معایب آن:
- تزریق میکروسکوپی:
مزایا:
تزریق دقیق در جایگاه مطلوب در تخم مانند هسته.
سیتوپلاسم که اجازه برآورد کمی از ژن تزریقی را می دهد.


معایب:
زمان بر، نیاز به مهارت،ایجاد تغییر بدلیل صدمه و آسیب سوزن تزریق.

- نفوذ الکتریکی:
مزایا:
به محرک ها اجازه می دهد که به DNA خارجی وارد شده و تولید ماهی ترانس ژن می کند که روش بسیار مناسبی در برخی گونه های ماهی است که تخم های آنها برای تزریق میکروسکوپی بسیار کوچکند.

معایب:
مشکل، ارزیابی کمیت واقعی ژن بیگانه یا خارجی است که به سلول ها وارد می گردد و همچنین سبب مرگ ومیر نسبتا بالا می گردد.

- انتقال اسپرم واسط:
مزایا:
فقدان آکروزوم در اسپرم ماهی که یک میدان عمل وسیع تر را برای انتقال اسپرم واسط فراهم می آورد.

معایب:
فوائد آن بیشتر در پرندگان است اما در ماهی و پستانداران هنوز جای بررسی دارد.


اما استفاده از ترانس ژنها با انتخاب صفات مطلوب به تولید ماهی مطلوب نر و ماده کمک می کند. چینی ها سگ ماهی بزرگی مشابه موش با استفاده از تزریق میکروسکوپی ژن هورمون رشد انسانی تولید کرده اند که نشان می دهد این روش ها در صورت بکاربرده شدن در شیلات کاربرد زیادی در پرورش ماهی دارد.
اما آنچه که در اصلاح نژاد ماهی حائز اهمیت است بطور خلاصه عبارتند از:
- رشد سریع تر
- طول عمر بیشتر
- تغذیه نسبتا همه چیز خواری
- همآوری بالاتر
- سازگاری بییشتر
- با دوام تر و بسیار مقاوم به بیماری، آفت کش ها و آلاینده ها
- از دست دادن استخوان ماهی و دیگر ساختارهای نامطلوب و ....

که برای رسیدن به این صفات مطلوب از دید شیلاتی کار اصلاح نژاد انجام می گیرد

بتا همه چیز خواری
- همآوری بالاتر
- سازگاری بییشتر
- با دوام تر و بسیار مقاوم به بیماری، آفت کش ها و آلاینده ها
- از دست دادن استخوان ماهی و دیگر ساختارهای نامطلوب و ....

که برای رسیدن به این صفات مطلوب از دید شیلاتی کار اصلاح نژاد انجام می گیرد

الگوهای بندینگ در کروموزوم های میتوزی

دوره بندینگ

پیشرفت بیشتر در تکنولوژی منجر به دست یابی به تکنیک های بندینگ گردید. پیشرفت بیشتر در تکنولوژی منجر به دست یابی به تکنیک های بندینگ گردید. تا قبل از این روش ها، یا تا قبل از 1970 از روش رنگ آمیزی توپر استفاده می کردند. این روش ها باعث گردید تا بندهای افقی با رنگ تفرقی ( اولین بار به کمک میکروسکوپ های فلوئورسنس ) در طول کروموزوم مشاهده گردد. الگوی بندها برای هر کروموزوم اختصاصی بود و اجازه می داد که هر کروموزوم به صورت فردی شناسایی شود و این کمک می نمود تا اختلالات ساختمانی همراه با سندرور های ژنتیکی تشخیص داده شوند. امروزه در کنار این تکنیک ها از روش های High resolution برای افزایش دادن تعداد بندها و مشاهده بندهای کوچکتر استفاده می شود. با استفاده از الگوها ی بندینگ هم کروموزوم ها از هم قابل تشخیص شدند و هم الگوهای اختصاصی نوار بندی برای هر گونه رقم خورد و در واقع قابل دست یابی بودن مجدد بندها و بکارگیری این الگوها گام های مهمی در جهت پی بردن به ساختمان ظریف و دقیق کروموزوم ها بود.

اما از سال 1970 با این تصور که کروموزوم دارای ساختمان شیمیایی یکنواخت و همگن نیست ، پیشنهاد بکارگیری مواد مختلف با توجه به تاثیرات متفاوت آنها بر ساختمان کروموزوم و قسمت های مختلف تشکیل دهنده آن مطرح گردید.

Caspersson و همکاران ( 1970-72 ) برای اولین بار نشان دادند که هر کروموزوم متافازی دارای الگوی نواری بندی خاصی است که در سلول بدون تغییر می ماند و می توان آن را شاخصی برای شناسایی آن کروموزوم بکار برد.

از عوامل موثر بر شکل گیری بندها و تنوع الگوهای بندینگ می توان به موارد زیر اشاره نمود :

1- تفاوت های ساختاری در طول کروموزوم که مرتبط با ترکیب جفت بازها می باشد.

2- وجود بخش های تکراری

3- مدت زمان لازم برای همانند سازی

4- شکل گیری و سازمان یابی کروماتین

چگونگی منطقه بندی کروموزوم در بندینگ:

برای نشان دادن بندها که اصول آن در اولین کنفرانس پاریس در سال 1971 بنا گذاشته شد. برای یک منطقه معین روی کروموزوم چهار ویژگی در نظر گرفته می شود.

1- شماره کروموزوم مثلا 2 و 15 و 21

2- سمبل بازو p یا q : بازوی کوتاه با p گرفته شده از petit و بازوی بلند با q گرفته شده از queue نشان داده می شود ( یا p+q=1 ) .

3- Regions یا نواحی توسط landmark های بخصوص مشخص می شوند که از نظر مرفولوژیکی دارای محدوده مجزا و مشخص می باشند، از قبیل انتهای کروموزوم ها، سانترومر و بندهای معین و خیلی واضح . شماره نواحی روی بازوی های کروموزوم با توجه به تقسیم بندی نواحی تحت عنوان  و  و ... و بازوی بلند به صورت  و  و .......... مشخص می شود.

4- Bands : نواحی به بندها با نامگذاری مانند  و  و . تقسیم می شوند شماره گذاری بندها از سمت سانترومر به سمت تلومر صورت می گیرد و نواحی اطراف سانترومر با شماره 1 مشخص می شوند در شماره گذاری عدد اول شماره ناحیه، عدد دوم شماره بند، اعداد بعد از نقطه 14.22. نشاندهنده بندهای resolved شده بعد از نامگذاری سال 1971 می باشند مانند: ( one – one – not eleven ) :   اما با پیشرفت روش های آزمایشگاهی تقسیم بندی بندهای مناطق کروموزومی از دقت بیشتری برخوردار گردید ( شکل 2 ):

بند کروموزومی:

بند قطعه ای از طول کروموزوم است که با استفاده از تکنیک های رنگ آمیزی و آماده سازی قبل از رنگ آمیزی از قطعات مجاور با ظاهر تیره تر یا روشن تر قابل تشخیص می باشد. ظهور و سایز بندها بسته به تنوع ساختمانی یا تکنیکی دارد ( Harnden and Klinger 1985 ).

به عبارت دیگر بند قسمتی از کروموزوم است که بعلت روشن تر یا تیره تر بودن نسبت به قسمت های مجاورش قابل تشخیص است . در طول کروموزوم هایی که الگوهای بندینگ یا نوار بندی را نشان می دهند بندها شماره گذاری می شوند. جهت شماره گذاری از سمت سانترومر به طرف تلومر ها می باشد به طوریکه نواحی اطراف سانترومر با شماره 1 مشخص می شوند.

تعداد نوارها یا بندها

تعداد نوارها یا بندها بستگی به طول و بلندای آن و یا فشردگی و کوتاهی کروموزوم دارد و به عبارت دیگر تعداد این ها شدیدا وابسته به متراکم بودن یا تراکم کم کروموزوم دارد. تعداد بندها بطور روتین در کروموزوم های متافازی انسان دارای میانگین برابر 450 – 400 بند در ست هاپلوئید (Haploid set ) می باشد. که این تعداد در متد high – resolution شدیدا افزایش یافته و به حدود 850 – 550 می رسد. اگر چه گزارش هایی مبنی بر تعداد بیشتری یعنی تا حدود 1250 بند نیز منتشر شده است. تعداد بندها را با شمردن بندها در یکی از جفت کروموزوم های همولوگ متافازی برآورد می کنند. البته باید به این نکته توجه داشت که تنوع بندهای کروموزومی برای کار روتین آزمایشگاه ها جالب نیست.

از جمله روش های شمارش بندها این است که تعداد بندها در طول یک کروموزوم شاخص در نظر گرفته می شود ( مثلا کروموزوم 10 ) و این تعداد برای کل کاریوتیپ تعمیم داده شود ( Stallard and Johnson 1983 ) یا پیشنهاد هائی مثل استفاده از کروموزوم های رفرنس و نواحی کروموزومی و کروموزوم X برای برآورد نمودن کل بندها ( Josifek 1991 ) ارائه می گردد.

به هر حال با توجه به الگوی نامگذاری بین المللی موقعی که یک منطقه معین را روی کروموزوم نشان می دهیم چهار ویژگی باید در نظر گرفته شود.

1- شماره کروموزوم

2- سمبول بازوی کروموزوم

3- شماره ناحیه

4- شماره بند در درون ناحیه

کروموزوم بندینگ:

تکنیک های آماده سازی برای متدهای بندینگ ایجاد تغییراتی در هر دو وضعیت ساختمانی و بیوشیمیایی کروموزوم می کنند . در این رابطه لازم است به نکات زیر توجه نمود:

- کروموزوم های فیکس شده معادل کروموزوم های in vivo نیستند.

- عمل فیکس کردن به نظر نمی رسد که DNA را از کروموزوم ها خارج کند اما احتمالا بعضی از پروتئین ها مثل هیستون ها و غیر هیستون ها را در مقادیر متفاوت ( تحت اثر اسید استیک ) خارج می کند . فیکساتیو ممکن است همیشه یک اثر کمی و قابل تکراری روی این پروتئین ها نداشته باشد.

- رنگ گیمسا برای هتروکروماتین ساختاری مجاور سانترومرها و تلومرها اختصاصی می باشد.

کاربرد های بندینگ کروموزومی:

- سازمان دادن نقشه های فیزیکی کروموزوم ها

- آنالیز کروموزومی ( ساختمان و اختلالات )

- شناسایی کروموزوم ها بصورت انفرادی یا شناسایی کروموزوم ها از یک گونه در یک هیبرید.

تکنیک های نوار بندی:

این تکنیک ها به دو گروه تقسیم می شوند:

1- تکنیک هایی که با توجه به کارهایی که روی کروموزوم در مراحل نواربندی اعمال می گردد سبب تشکیل نوارهائی با الگوی مشخصی در طول کروموزوم می شود. مثل G بندینگ.

2- تکنیک هایی که به صورت اختصاصی بخش خاصی از کروموزوم را رنگ می کنند.

بخش های قابل توجهی از DNA دارای رنگ پذیری اختصاصی می باشد مثل NOR و سانترومر .

گیمسا بندینگ

در متد G-banding یا گیمسا بندینگ معمولا از محلول رقیق تریپسین به صورت ( Pretreatment )، اوره ( urea ) و یا پروتئاز استفاده می شود. اولین گزارش در مورد نوار بندی G در کروموزوم های انسانی در سال 1971 ( Samner et al 1971 ) منتشر شد. این الگو همراه با دیگر الگوهای Q ، R توسط سیتوژنتیسین ها برای شناسایی کروموزوم ها و تنوع در ساختمان آنها بکار می روند ( شکل های 3 و 4 ). در این الگو دقیقا دوکروماتید خواهری یک کروموزوم بویژه در درون یک گونه همانند هستند.

الگوی نوار بندی G قابل دست یابی مجدد از یک فرد به فرد دیگر و همچنین از یک نوع سلول به دیگری می باشد. این شباهت با توجه به این مسئله است که متراکم شدن کروموزوم های متافازی بطور قابل ملاحظه ای از یک گستره سلولی به گستره دیگر روی همان اسلاید متنوع می باشد. در همین الگوها کروموزوم های بلندتر تمایل دارند تا بندهای بیشتری را نشان دهند ( شکل 2 ) . به این دلیل این که بندهای بزرگتر هر کدام می تواند بندهای کوچکتر و بیشتری را نشان دهد. اگر چه این بندها در ادامه روش کاری که در آزمایشگاه و به صورت in vitro  صورت می گیرد مشاهده می گردند ولی می توانند منعکس کننده ویژگی ساختمانی کروموزوم متافازی باشند.

در هر بند حدود وجود دارد. احتمالا تفرق نقاط تیره و روشن به توزیع پروتئین و DNA کروموزومی بر می گردد.

همه ژن های ( house keeping genes ) و 40 % ژنهای Tissue- specific همراه با نواحی غنی از GC هستند که بعنوان جزایر CPG شناخته شده اند و در حدود 86 % جزایر CPG در R بندها مشاهده گردیده اند.

این روش نسبت به C-band ها جزئیات بیشتری را روشن می کند و همراه با متدهای C و RQ بندینگ توسط سیتوژنتیسین ها برای شناسایی کروموزوم ها و تنوع در ساختمان آنها در مقایسه با نوع استاندارد به کار می رود. با میکروسکوپ الکترونی مشاهده شده است که این بندها حاصل از نواحی کروماتینی شدیدا فشرده و متراکم می باشند و همچنین می توانند حاصل تغییر هیستون ها و دیگر پروتئین های کروموزومی باشند. احتمال دیگر این است که DNA و پروتئین ها هر دو در ادامه واکنش های سیتو شیمیایی و در ادامه عمل با گیمسا بندها را نشان می دهند. بر اساس این تکنیک سه بخش ساختمانی مشخص در کروموزوم ها مشاهده می گردد:

1- هتروکروماتین ساختمانی سانترومری

2- هتروکروماتین جزیره ای

3- یوکروماتین

به همین دلیل شاید بتوان گفت که DNA به تنهایی مورد واکنش در رنگ آمیزی نیست . و اهمیت آن نسبت به سایر مواد تشکیل دهنده کمتر است . در این رابطه باید اضافه نمود که هرچه کروموزوم ها متراکم تر باشند امکان تشخیص بندها کمتر و در مواردی وجود ندارد. بر اساس تصوری در رنگ گرفتن و بند بند شدن کروموزوم ها دو عامل ساختمانی و عملکردی مهم می باشند یا به عبارت دیگر این امر به وجود ژن های فعال، غیر فعال و کم فعال بر می گردد. اختلاف در سنتز پروتئین اساس G- banding و رنگ گرفتن است. نقاط روشن نمایانگر فعالیت بیشتر ژن ها می باشد و ژن های کم فعال در فاز S همانند سازی با تاخیر انجام می دهند و این نواحی غنی از AT بوده و رنگ پذیری تیره تری را نشان می دهند. G- Band ها را می توان در سایر موجودات مثل حشرات، خزندگان، دوزیستان، پرندگان و پستانداران مشاهده نمود.

نقش پروتئین ها در نوار بندی G :

خروج بعضی از پروتئین ها، اثر اسید استیک ( محلول فیکساتیو ) و خارج کردن ترکیبات بخصوصی از کروموزوم احتمالا هیستون ها و non هیستون ها.

C-banding :

C- Banding یا سانترومر بندینگ و یا بندینگ هتروکروماتین ساختمانی روشی است که از آن برای رنگ آمیزی قسمت های خاص یا ساختارهای خاصی از کروموزوم استفاده می شود. رنگ پذیری در این متد مربوط به هتروکروماتین ساختمانی می باشد ( شکل 5 ). این متد و دیگر متدهای رنگ آمیزی با گیمسا در مقاله ( Pardue / Gall ) در سال 1970 مطرح گردیدند.

C- band ها و کروموزوم y :

این متد برای بررسی کروموزوم y پستانداران به دلیل اینکه اغلب بطور کامل و شدیدا هتروکروماتینی می باشد کاربرد دارد.

اندازه C- band ها:

اندازه C- band ها ممکن است از فردی به فرد دیگر تغییر کرده و متفاوت باشد که این ممکن است با مقادیر متفاوت DNA ساتلیت مطابقت داشته باشد.

C- banding در گیاهان:

این متد در گیاهان نیز بکار می رود و با این تکنیک روشن شده است که هتروکروماتین گیاهان ممکن است بیشتر از جانوران خود را نشان دهد.

روش های دست یابی به C- band ها:

با استفاده از اسید ، باز یا درجه حرارت بالا، DNA معمولی Denature ( تک رشته ای ) شده و سپس در طول شب ( over night ) در دمای c60  در محلول سالین سیترات ( Saline- Citrate ) قرار داده می شود. بر اثر این عمل DNA دوباره Renature شده و به حالت اولیه بر می گردد. در این روش DNA شدیدا تکراری ( هتروکروماتین ساختمانی ) به حالت اولیه بازگشته در حالیکه DNA با تکرار کم و Unique DNA به همان حالت باقی می ماند که حاصل این عمل رنگ پذیری تفرقی می باشد. با این روش رنگ آمیزی کروموزوم ها را می توان با محلول های اشباع شده هیدروکسید باریم قبل از رنگ آمیزی با گیمسا Denature نمود.

در تلاش برای درک مکانیسم رنگ پذیری تفاوت اساسی از طریق immunolabelling کروموزوم های متافازی با آنتی بادی ها برای هیستون های استیله شده  و  مشاهده گردید . این آزمایش ها نشان می دهد که هر دو این بندها فاقد یا دارای مقادیر کمی هیستون استیله می باشند.

Q- Banding :

متد Q- Banding یا QFQ توسط Dr. Caspersson و همکارانش در ( 1968 ) 1970 مطرح گردید. این روش برای مطالعه کروموزوم های متافازی میتوزی به کار میرود. در این روش از رنگ های فلوئورسنت مانند proflavin / Quinacrine و Quinacrine Mustard و UV می استفاده می گردد. تشخیص کروموزوم های موش قبل از این روش به سختی صورت می گرفت . این روش در کنفرانس پاریس در 1971 متد Q-banding و بعدا QFQ نام گرفت ( 1SCN 1985 ).

R – banding :

این متد یا Reverse banding دارای الگوی بندینگ عکس G – band ها می باشد. ( نقاط روشن در این روش با مناطق تیره در G – banding مطابقت دارد ) . این روش اولین بار در 1971 توسط Dutrillaux و Lejeune مطرح گردید. این متد قابل برگشت به G – banding با افزایش PH می باشد. تعداد متدهای R – banding نسبت به متدهای G بندینگ چندان توسعه نیافته است. که شاید به این دلیل باشد که این متد به خوبی G بندینگ کامل نشده است.

مکانیسم R- banding :

مکانیسم R- banding بخوبی روشن نیست. بکارگیری گرما در این روش ایجاد Denaturation پروتئین های کروموزومی و ترادف های غنی از نوکلئوتیدهای AT می کند ولی DNA غنی از GC را در شکل طبیعی خود نگاه می دارد.

نوار بندی T :

نواربندی T یا T – banding روشی است که بخشی از R  بندها را مشخص می کند که در تلومرها قرار گرفته اند. T بندها با 1- گرمای شدید دادن به کروموزوم ها قبل از Staining با گیمسا 2- یا یک ترکیب از رنگ ها و فلوئوروکروم ها ( استراخان 1999 ) ایجاد می شوند. این نوار بندی با تغییر در فسفات مورد استفاده در نوار بندی R حاصل می شود. اگر PH بجای 5/6 به حدود 3/5 – 1/5 برسد اغلب نوارهای R ظاهر نشده و تنها آنهایی ظاهر می گردند که در انتهای کروموزوم واقع شده اند. T بندها به عنوان یک Subset از R بندها بوده و غنی از GC و ژن ( Gene rich and GC rich ) می باشند.

NOR بندینگ و N – banding :

در این روش نواحی خاص کروموزومی که شکل دهنده و نگه دارنده هستک ها در هسته های انتر فازی می باشند رنگ می گیرند. این متد همراه با C بندها متدی جالب برای گیاهان است. در این روش NOR ها به صورت نقطه یا نقاط تیره ای در راس کروموزوم های حامل از NOR ها به چشم می خورند احتمالا بیشتر NOR هایی رنگ پذیری را نشان می دهند که در مرحله اینترفاز قبلی فعال بوده باشند.

نواحی NOR دارای کپی های زیادی از ترادفهای DNA r یا ژن های مربوط به بخش بزرگتر (285 ) RNA ریبوزومی ( همچنین 18S ) می باشند.

NOR ها می توانند با استفاده از گیمسا ( N – banding ) یا نمک نقره بصورت – Ag NOR رنگ بگیرند.

مکانیسم:

کروموزوم ها با نوکلئازها و پروتئینازها قبل از رنگ آمیزی با نقره تیمار می شوند. یافته های Good pasture و همکاران وی ( 1976 ) نشان می دهد که NOR های فعال Impregnated شده توسط نقره در کروموزوم های متافازی نشان دهنده NOR های فعال در شکل گیری هستک و مرحله اینترفاز می باشند. این مشاهدات نشان می دهد که پروتئین های همراه با رونویسی سیسترون های ریبوزومی مسئول برای impregnated نقره می باشند.

در این متد رنگ نیترات نقره به پروتئین های نزدیک این نواحی که در خلال رونویسی فعال می باشند باند می شود. N – banding ها معین کننده همه نقاط NOR شامل نقاط فعال و غیر فعال می باشند. ( ولی رنگ آمیزی Ag فقط NOR های فعال را نشان می دهد )

الگوی Ag-NOR کروموزوم های آکروسانتریک در یک فرد دارای ویژگی های قابل توارث ثابت بوده و در مجموع با الگوهای R بندها در شناسایی منشا والدینی و همچنین برای Non- disjunction میتوزی در تریزومی های کروموزوم های آکروسانتریک انسانی کاربرد دارند.

با بکار گیری رنگ آمیزی Ag – NOR میلرو و همکاران ( 1978 ) قادر بودند تا نشان دهند که NOR ها در نوترکیبی کروموزومی اهمیت دارند. در لاین های سلولی موش ترانسلوکاسیون های رابرت سونین بین کروموزوم های دارای NOR نسبت به بقیه کروموزوم ها بیشتر می باشد احتمالا این پدیده در کروموزوم های انسانی به همان خوبی محتمل می باشد . این تکنیک ( Ag- NOR ) ابزار مفید و ارزشمندی برای آزمایش وضعیت NOR ها و ( delineating ) ( شناسایی و معین نمودن ) نقاط شکننده در هر دو ترانسلوکاسیون رابرت سونین و در ارزیابی فعالیت NOR در سلولهای سرطانی می باشد.

کاربردهای NOR بندینگ:

1- مطالعه کروموزوم های دارای دو ساتلیت

2- مطالعه پلی مورفیسم کروموزومی

دستکاری سری کروموزومي  و کنترل جنسیت در ماهیان سید مرتضی ابراهیم زاده

چکیده

با وجود اين كه صيد ماهيان در سال هاي اخير رشد كند يا ثابتي داشته، جميعت جهاني در حال افزايش و به تبع آن تقاضا براي غذاهاي دريايي رو به تزايد است. يك راه ممكن براي برطرف نمودن كمبود غذا و افزايش قيمت ها، فعاليت هاي آبزي پروري مي باشد كه گسترش سريع جهاني داشته است. از جمله مهم ترين زمينه هاي تحقيق در صنعت آبزي پروري، استفاده از فناوری زیستی براي افزايش دسترسي به غذا و كاهش هزينه توليد فعالیت های پرورشي مي باشد. استفاده ازفناوری زیستی در آبزی پروری ظرفیت لازم برای کم کردن کمبودهای ماهی و كنترل افزایش قیمت آنها را با افزایش بازدهی تولید، به حداقل رساندن قیمت ها و کاهش بیماری ها داراست. در حال حاضر رایج ترین روش های موجود در فناوری زیستی ماهیها، دستکاری کروموزومی و هورمونی می باشد که با استفاده از آنها قادر به تولید ماهیهای تری پلوئید، تتراپلوئید، القاء ماده زایی و نرزایی و تغییر جنسیت در بین ماهیان خواهیم بود. در اين مقاله، چگونگی دستکاری سری کروموزوم و کنترل جنسیت در ماهیان مورد بررسي قرار گرفته است. کلمات کلیدی: فناوری زیستی، دستکاری کروموزوم،ماده زایی، نرزایی، تغییر جنسیت1-    مقدمهصنعت آبزی پروری سریع ترین رشد را در بخش تولید غذای حیوانی با افزایش میانگین 8/9درصدی در سال، از سال 1970 داشته است (FAO, 2008). اگرچه برداشت از منابع دریايی در دوره ی زمانی 1950 تا 1990، پنج برابر شده است، رشد سالانه آن در طول 15 سال گذشته ثابت باقی مانده است (FAO, 2008). در نتیجه عواملی از قبیل رشد جمعیت، شهری سازی و افزایش درآمد سرانه، از سال 1961 تا سال 2001، مصرف ماهی سه برابر شده است و از 28 میلیون تن به 96/3 میلیون تن افزایش یافته است (FAO, 2008). پیش بینی می شود تقاضای جهانی برای ماهی و محصولات شیلاتی از 133 میلیون تن در سال های 1999تا 2001 به 183 میلیون تن در سال 2015 افزایش پیدا کند. محاسبات نشان می دهد که صید از ذخایر طبیعی نزدیک به ظرفیت نهایی شده و یا به حداکثر ظرفیت خود رسیده است، جهان به فعالیت های آبزی پروری و تکنولوژی های مرتبط به آن می نگرد تا به تقاضای رو به تزاید غذایی پاسخ دهد: انتظار می رود تا سال 2020 آبزی پروری 41 درصد از تولید ماهی جهانی را تامین کند (در مقایسه با 3/9 درصد در سال 1970 و 29/9 درصد در سال 2002) (FAO, 2008). با وجود پیش بینی رشد صنعت آبزی پروری، ثابت ماندن میزان صید ماهی از منابع آبی و افزایش جمعیت، کمبود جهانی ماهی و تولیدات آن در سال های پیش رو اجتناب ناپذیر است. استفاده از بیوتکنولوژی در آبزی پروری ظرفیت لازم برای کم کردن کمبودهای ماهی وكنترل افزایش قیمت آنها را با افزایش بازدهی تولید، به حداقل رساندن قیمت ها و کاهش بیماری ها داراست. در چندین سال گذشته، علم ژنتیک به عنوان شاخه ای از علم زیست شناسی، تأثیر بسیار مهمی بر روی فعالیت آبزی پروری داشته است، در این میان مهندسی ژنتیک و فناوری زیستی یکی از قلمروهای نوین علمی است که به دلیل دستاوردهای وسیع و بی شمار آن در عرصه زندگی آدمی و گستردگی آن در رشته های مختلف علوم زیستی، مورد توجه روزافزون کشورها قرار گرفته و برای رشد و توسعه آن سرمایه گذاری های هنگفتی شده است. فناوری زیستی نقش بسیار مهمی در افزایش تولیدات آبزی پروری داشته است. افزایش تولید آبزیان از طریق فناوری زیستی در دو دهه ی گذشته دلیلی بر این مدعاست. در حال حاضر رایج ترین روش های موجود در فناوری زیستی ماهیها، دستکاری کروموزومی و هورمونی می باشد که با استفاده از آنها قادر به تولید ماهیهای تری پلوئید، تتراپلوئید، القاء ماده زایی و نرزایی و تغییر جنسیت در بین ماهیها خواهیم بود. ابزار بيوتكنولوژيكي نويد دهنده براي افزايش توليد غذايي حاصل از فعاليت هاي آبزي پروري و ايجاد موجودات عقيم، پلي پلوييدي مي باشد. پلي پلوييدي به حالت ژنتيكي اطلاق مي شود كه مي تواند به صورت مصنوعي در ماهيان و نرم تنان صدف دار از طريق دستكاري جنين القا گردد. افراد پلي پلوييد داراي سري هاي كروموزومي اضافي علاوه بر دو سري كروموزومي طبيعي مي باشند. افراد تري پلوييد سه سري و افراد تتراپلوييدي چهار سري كروموزوم دارند. با وجود اين كه اين حالت براي پستانداران و پرندگان مرگ بار است، پلي پلوييدي نتايج اميد بخشي در ميدان آبزي پروري نشان داده است. ماهيان و نرم تنان صدف دار تري پلوييد زيست پذير بوده و به خاطر فقدان رشد و نمو غدد جنسي عقيم هستند. اين عقيمی موجب سوق دادن انرژي توليدمثلي به سمت رشد بدني مي گردد، در نتيجه ميزان رشد بالاتر براي برخي افراد تري پلوييد به همراه دارد. با وجود اين كه ماهيان تري پلوييد بازده بالاتري براي افزايش رشد در نرم تنان صدف دار داشته اند، نتايج براي ماهيان متغير و متضاد بوده است به طوري كه گزارشاتی مبنی بر رشد كمتر، برابر يا سريع تر نسبت به ماهيان ديپلوييد وجود دارد.2-    القاء ماده زاییماده زایی رشد و نمو جنین تنها تحت کنترل مواد وراثتی مادر بعد از فعال شدن تخم از طریق لقاح می باشد. ماده زایی طبیعی در چندین گونه از ماهیان تمام ماده تشریح شده است. نتاج ماده زاد ممکن است در تولیدمثل گونه ایی از طریق روش جنسی طبیعی بدست آیند. در این مورد، ویژگی های اصلی سیتوژنتیک ماده زایی، غیرفعال شدن کروموزوم های ماهی نر و جلوگیری از کاهش سری کروموزومی ماهی ماده، از طریق تیمارهای آزمایشی ویژه بدست می آید. غیر فعال کردن کروموزوم های ماهی نر با اشعه دادن اسپرم القاء می شود. اشعه ایکس، اشعه گاما یا اشعه ماورا بنفش (UV) به این منظور استفاده می شود. این روش از غیرفعال کردن کروموزوم بر مبنای تفاوت حساسیت کروموزوم ها و ساختار سیتوپلاسمیک اسپرماتوزوآ استوار است. در دزها بالا اشعه دادن، کروموزوم ها غیرفعال می شوند اما توانایی اسپرماتوزوآ برای حرکت و لقاح تخمک ها حفظ می گردد. بعد از لقاح تخمک ها با اسپرماتوزوآی غیرفعال از نظر ژنتیکی، هاپلوییدهای ماده زاد تولید می شوند. هاپلوییدی در ماهیان، نوعی ناهنجاری مورفولوژیک (سندرم هاپلویید) می باشد و این ماهیان قبل یا بلافاصله بعد از تخم گشایی می میرند. به منظور ایجاد ماهیان ماده زاد دیپلویید زنده، سری کروموزوم ماده های هاپلویید می بایست دو برابر گردد. سری کروموزوم یک ماهی ماده از دو طریق دو برابر خواهد شد: از طریق متوقف کردن تقسیم میوز دو در تخم ها (ماده زایی میوزی) یا از طریق توقف اولین تقسیم میتوز در جنین هاپلویید (ماده زایی میتوزی). برای توقف مصنوعی تقسیمات میوز یا میتوز، تیمارهای فیزیکی شدید (شوک ها) بر روی جنین اعمال می شود. رایج ترین تیمارهای مورد استفاده دمای پایین یا بالا (شوک های سرما و گرما) و شوک هیدروستاتیک می باشد. برای توقف تقسیمات، معمولا شوک در مرحله آنافاز تقسیم مورد نظر اعمال می شود. تحت تاثیر این تیمار، رشته های دوک تخریب شده و در نتیجه، تقسیم متوقف شده و سلول های خواهری با هم ترکیب می شوند. هنگامی که تقسیم میوز دو متوقف می شود، جسم قطبی دوم خارج نمی شود و با پیش هسته های ماهی ماده هاپلویید ترکیب می شود. در طول توقف اولین تقسیم میتوز در جنین های هاپلویید، دو هسته هاپلویید به هم پیوسته و تشکیل هسته دیپلویید می دهد. بعد از چرخه میتوزی بعدی دو بلاستومر دیپلویید تشکیل می شود. در موارد معدود (معمولا کمتر از 1/0 درصد) دیپلوییدهای ماده زاد زنده بدون اعمال شوک به خاطر توقف خود به خودی تقسیم میوز دو در تخم ها (ماده زایی میوزی) ایجاد می گردد. 3-    القاء نرزایینرزایی (آندروژنز) رشد و نمو جنین تنها تحت کنترل کرومزوم های پدری می باشد. غیرفعال سازی ژنتیکی کروموزوم های ماهی ماده برای القاء نرزایی در ماهی از طریق اشعه دادن به تخمک ها توسعه یافته است. بعد از لقاح تخمک هایی که از نظر ژنتیکی دارای کروموزوم های غیرفعال می باشند با اسپرماتوزوآ، هاپلوییدهای نرزاد ایجاد می گردد. برای تولید ماهی نرزاد دیپلویید زنده، سری کروموزوم های هاپلویید پدری باید دوبرابر گردد. این امر از طریق توقف اولین تقسیم میتوز در جنین های هاپلویید قابل اجراست.4-    القا پلی پلوییدیپلی پلوییدی القایی تولید مصنوعی ماهیانی با سری های کروموزوم هاپلویید افزایش یافته می باشند. در آبزی پروری و ماهیگیری، ابتدا این روش برای تولید ماهیان تری پلویید یعنی ماهیانی که در نقشه کروموزومی آنها سه سری کروموزوم هاپلویید وجود دارد، بکار رفته است. ماهیان تری پلویید از نظر ژنتیکی عقیم هستند، یعنی آنها قادر به تولید فرزند نیستند. همچنین تری پلوییدها با کاهش کامل یا ناقص غدد جنسی قابل تشخیص هستند. ناهنجاری در رشد و نمو دستگاه تولیدمثلی ماهیان تری پلویید به خاطر وجود یک سری کروموزوم هاپلویید اضافی می باشد که موجب بروز اختلال در فرآیند طبیعی پیوستگی و جدا شدن کروموزوم های همساخت (همولوگ) می گردد. چندین روش برای تولید ماهیان تری پلویید وجود دارد. ساده ترین و بهترین روش توسعه یافته بر مبنای توقف تقسیم میوز دو در تخم بعد از لقاح با اسپرماتوزوآ استوار است. تولید ماهیان تری پلویید از این طریق همراه با تکنیک القا ماده زایی میوزی توسعه یافت، چون در هر دو روش از شوک های مشابه برای دو برابر نمودن سری کروموزوم های ماده استفاده می شود.همان طوری که در بالا بیان گردید، یکی از شاخص های ماهیان تری پلویید کاهش رشد و نمو غدد جنسی آنها می باشد. این امر ماهیان تری پلویید را به صورت بالقوه برای پرورش تجاری حایز اهمیت می کند. بنا بر نظرات ارایه شده در این زمینه، در حین پرورش ماهیان تری پلویید کاهش میزان رشد سوماتیک (بدنی) که در ماهیان دیپلویید در طول رسیدگی غدد جنسی دیده می شود، وجود نخواهد داشت. از نظر تئوری، این مزیت به ویژه در زمانی که رسیدگی جنسی قبل از اندازه ی بازاری ماهی باشد، بیشتر به چشم می آید. روش دوم تولید ماهیان تری پلویید آمیزش ماهیان تتراپلویید با ماهیان دیپلویید طبیعی می باشد. ماهیان تتراپلویید با توقف اولین تقسیم میتوز در جنین های دیپلویید طبیعی بدست می آیند.5-    کنترل جنسیتهمان گونه که قبلا بیان شد، تنظیم مصنوعی جنسیت در ماهیان اساسا با بکارگیری روش تغییر جنسیت هورمونی در ارتباط می باشد. تغییر جنسیت هورمونی تغییر فرآیند طبیعی تمایز جنسی تحت تاثیر هورمون های جنسی استروییدی می باشد؛ به طوری که در ماده های ژنوتیپی بیضه و در نرهای ژنوتیپی تخمدان رشد می کند. تغییر جنسیت تنها موجب تغییر در فنوتیپ ماهی می شود و فرمول ژنوتیپی کروموزوم های جنسی به همان شکل باقی می ماند. تغییر جنسیت هورمونی به منظور تنظیم جنسیت در دو روش متفاوت اعمال می گردد. روش مستقیم برای تولید جمعیت های تک جنس شامل تیمار هورمونی تمام ماهیان پرورشی در دوره تمایز جنسی آنها می باشد. روش غیر مستقیم، یا تنظیم جنسیت ژنتیکی، از آمیزش ماهی طبیعی با ماهی که قبلا تغییر جنسیت یافته است، حاصل می شود. در مورد ماده های جور گامت، نتاج تمام ماده با آمیزش ماده های طبیعی (XX) با نرهای تغییر جنسیت یافته ( XX، نرهای جدید) که از طریق تغییر جنسیت هورمونی فنوتیپی ماده های ژنوتیپی بدست می آیند، حاصل می گردد. تنظیم جنسیت ژنتیکی به عنوان روش برتر بیشتر مورد توجه است، چون نیاز به تیمار تمام ماهیان پرورشی نیست و ماهیان هورمون مصرف کرده به مصرف انسانی نمی رسند.6-    دورگه گیری (آمیخته گری) دورموارد معدودی وجود دارد که دورگه گیری دور بدون اعمال هیچ تیمار فیزیکی منجر به القاء پلی پلوییدی در ماهیان شده است. به عنوان مثال در اثر آمیزش کپور معمولی ماده و کپور علفخوار نر تعداد کمی لاروهای تری پلویید زنده حاصل شد. دلیل این نوع تری پلوییدی، توقف خود به خودی تقسیم میوز دو در تخم ها می باشد. همچنین ممکن است ماهیان تری پلویید از دورگه گیری برگشتی بوجود آیند. به عنوان مثال نیمی از دورگه های برگشتی حاصل از آمیزش نسل F1 ماده های هیبرید (دورگه حاصل از کپور کاراس و کپور معمولی) با ماهی کپور معمولی نر تری پلویید بودند.      منابعبومنت، ای.آر. و هور کی. (1389)، زیست فناوری و ژنتیک در شیلات و آبزی پروری، مترجمان: دکتر سعید کیوان شکوه و دکتر سالار درافشان، مرکز نشر دانشگاه صنعتی اصفهان، 137-152.تیو، دی. (1388)، مبانی ژنتیک، اصلاح نژاد و بیوتکنولوژی ماهیان، مترجم: دکتر فرهاد امینی، انتشارات جهاد دانشگاهی واحد تهران، 323-351.یوسفیان، م. (1388)، مبانی ژنتیک آبزیان، موسسه تحقیقات شیلات ایران، 103-130.FAO (2008), The state of world fisheries and aquaculture, FAO fisheries and aquaculture department, pp: 3-23.Gomelsky, B. (2003). Chromosome set manipulation and sex control in common carp: a review, Aquat. Living Resour. 16, pp: 408-415

منبع: وبلاگ سید مرتضی ابراهیم زاده

کاریوتیپ

کروموزوم

کروموزوم ها از مهمترین ارگانل های سلولی که در بر گیرنده عوامل وراثتی می باشند و به صورت رشته هایی پایدار در هسته قرار دارند. هر کروموزوم دارای یک مولکول DNA است که تعداد زیادی ژن را در بر می گیرد. علاوه بر DNA ، ترکیباتی مانند پروتئین های هیستونی و غیر هیستونی و پلی ساکارید ها نیز در ساختمان کروموزوم ها دیده می شوند. کروموزوم ها همچنین در برگیرنده ارتباطات گستره میان DNA- پروتئین می باشند. پیوندهای موجود بین پروتئین و DNA علاوه بر نقشی که در بسته بندی کروموزوم ها دارند، در نحوه عمل DNA نیز تاثیر زیادی دارند.

کاریوتیپ

کاریوتیپ، مجموعه ای از اختصاصات مربوط به دو شاخص شکل و تعداد کروموزوم می باشد که در تشخیص بین گونه ای بکار می رود. برای تهیه کاریوتیپ از کروموزوم های مرحله متافازی میتوزی عکس گرفته می شود.سپس با استفاده از تکنیک های متفاوت مرتب سازی کروموزوم ها بر اساس استانداردهای ایجاد کاریوتیپ انجام میگیرد. مرتب سازی استاندارد مجموعه کامل کروموزوم های یک موجود را کاریوتایپینگ می گویند.

کاریوتیپ یکی از ویژگی های گونه های یوکاریوت به شمار می رود و نحوه ایجاد و مطالعه آن بخش مهمی از سیتوژنتیک را تشکیل می دهد.

در موجودات دیپلویید نرمال، از هر کروموزوم اتوزوم دو کپی مشابه (کروموزوم های همولوگ) وجود دارد، این قانون ممکن است در مورد کروموزوم های جنسی صادق باشد ( افراد هموگامت) و یا صادق نباشد ( افراد هتروگامت). در سلول پلی پلوئیدی، بیش از دو کپی از هر کروموزوم  و در سلول های هاپلوئید تنها یک سری از کروموزوم ها وجود دارند. در اکثر منابع مطالعه دسته های کروموزومی تحت عنوان کاریولوژی یا علم شناخت هسته معرفی می شود و زمانی که کروموزوم ها در فرمت های استاندارد نمایش داده می شوند، این اشکال را کاریوگرام یا آیدیوگرام می نامند. که تمایز کروموزوم ها در این اشکال نمایشی بر مبنای اندازه کروموزوم و موقعیت قرار گرفتن سانترومر انجام می شود.

تعاریف متفاوتی از کاریوتیپ وجود دارد. بطوری که در برخی موارد کاریوتیپ را تصویری از یک سلول واقعی که در زیر میکروسکوپ دیده می شود تعریف کرده اند و گروهی نیز کاریوتیپ را  مجموعه کروموزوم های هاپلوئید یک موجود می دانند. در  برخی از موارد نیز کاریوتیپ را مترادف با کاریوگرام تعریف کرده اند. واژه کاریوگرام به تصویری اطلاق می شود که از کاریوتیپ تهیه شده است و برای ایجاد آن کروموزوم ها به صورت انفرادی بر اساس شکل و اندازه شان به صورت جفت کنار هم قرار داده می شوند.شایان ذکر است که اندازه گیری های کروموزومی و بررسی بسیاری از ناهنجاری های  کروموزومی نیز با استفاده از کاریوگرام انجام می گیرد.

آیدیوگرام، نمایش گرافیکی از کروموزوم ها است که در آن کروموزوم ها بر اساس اندازه از بزرگ به کوچک مرتب شده اند.

تاریخچه ایجاد کاریوتیپ

منابع موجود نشان می دهند، لویتسکی اولین نفری بود که کاریوتیپ را بر اساس خصوصیات ظاهری کروموزوم ها تشریح کرد. نتایج حاصل از کارهای او در سال های 1924 و 1931 منتشر گردید. پس از وی نیز مطالعاتی توسط دارلینگتون(1939) و ویت (1973) در این زمینه انجام گرفت.( سیتوژنتیک نارنجی)

معیارهای تعیین کاریوتیپ

ملاک های ریختی کروموزوم که در بررسی کاریوتیپی مورد استفاده قرار می گیرند عبارتنداز:

● تفاوت در اندازه ی مطلق کروموزوم؛

● تفاوت در موقعیت سانترومرها؛

● تفاوت در اندازه نسبی کروموزوم؛

● تفاوت در عدد پایه کروموزومی؛

حد دقت و صحت تجزیه ی کاریوتیپی به هدف و کیفیت مواد آزمایشی تهییه شده بستگی دارد. در بعضی موارد، به اطلاعاتی چون تعداد کروموزوم یا حتی تعداد ژنوم در هسته ی سلول بسنده می شود. شاید دلیل این موضوع آن باشد که مواد مورد استفاده اطلاعات بیشتری را آشکار نمی کنند ( برای مثال کروموزوم ها از نظر اندازه بسیار شبیه به هم هستند و به روش نواربندی پاسخ نمی دهند و غیره).

انواع کاریوتیپ

کاریوتیپ های متقارن

کاریوتیپ متقارن کاریوتیپی است که با کروموزوم های تقریبا  یک اندازه که دارای سانترومرهای میانی یا تقریبا میانی هستند. افزایش عدم تقارن ممکن است ناشی از تغییر محل سانترومر از حالت متا به حالت آکرو یا تلوسانتریک، یا از را تجمع اختلافات اندازه نسبی کروموزوم های مجموعه باشد که در نتیجه کاریوتیپ غیریکنواخت تر میشود.

کاریوتیپ نامتقارن

کاریوتیپی است که کروموزوم های آن به صورت ساب متاسنتریک یا بیشتر به صورت آکرو و تلوسانتریک باشند. برخی از کاریوتیپ های نامتقارن دارای دو دسته کروموزوم با اندازه ی کاملا متفاوت ( به صورت بزرگ و کوچک) هستند که به کاریوتیپ های دو شکلی معروف اند. این دسته از کاریوتیپ ها در برخی از گونه ها مانند سوسن ها دیده می شود.

نامگذاری کروموزوم ها

محل کینتوکورها (سانترومر) شاخص مناسبی برای شناخت مورفولوژیکی و نامگذاری کروموزوم هاست. بر این اساس، کروموزوم های مختلف در یک ژنوم به گروه های متاسانتریک، ساب متا سانتریک، اکروسانتریک و تلو سانتریک تقسیم می شوند.

تعیین پارامترهای کاریو تیپی

کاریوتیپ هر موجود بر اساس پارامترهای موفولوژیکی کروموزوم ها تعیین می شود. برای مقایسه و تجزیه و تحلیل مشاهدات کاریوتیپی و دسته بندی آنها، از شاخص ها و پارامترهای متفاوتی استفاده می شود که برخی از آنها عبارتنداز:

1-   شاخص درصد شکلی کل (TF%) : این پارامتر توسط هایزیورا (1962) بعنوان شاخص دسته بندی کاریوتیپی معرفی شد که به صورت زیر محاسبه مب شود؛

مجوع طول کل کروموزوم ها/ مجموع طول کل بازوهای کوتاه TF%= 

2-    شاخص r-value: این پارامتر توسط استبینز (1950) معرفی شد و نسبت طول بازوی بلند (L) به بازوی کوتاه (S) کروموزوم است؛

r-value = L/S

3-   شاخص نسبت بازوها : این شاخص توسط متیو و متیو (1982) برای بررسی و تعیین تغییرات و اختلافات مورفولوژیکی کروموزوم ها بر اساس محل سانترومر معرفی شد که از نسبت طول بازوی کوتاه کروموزوم به طول بازوی بلند کروموزوم محاسبه می شود؛

Arm ratio = S/L

4-   شاخص اختلاف طول دو بازوی کروموزومی (d-value): نحوه ی محاسبه ی این پارامتر به صورت زیر است؛

d-value = L- S

لوان و همکاران (1964) با اندازه گیری طول نسبی بازوهای بلند (L)، بازوی کوتاه (S) و نسبت بازوی بلند به بازوی کوتاه (r-value = L/S)، کروموزوم ها را به شش گروه طبقه بندی کردند.

5-   شاخص F%: این شاخص نیز توسط هازیوارا (1962) برای تعیین و تشخیص وضعیت تقارنی کاریوتیپ پیشنهاد شد؛

100× طول کل کروموزوم(T) / طول بازوی کوتاه کروموزوم (S) = F%

6-   طول نسبی کروموزوم : از این شاخص برای تشخیص تقارن کاریوتیپی استفاده می شود؛

100× طول کل کروموزوم ها / طول کل کروموزوم = طول نسبی

7-   اختلاف دامنه ی طول نسبی (DRL) : از اختلاف دامنه ی طول نسبی کروموزوم ها به عنوان شاخصی برای مقایسه تقارن کاریوتایپ ها استفاده می شود. آن دسته از ژنوتیپ هایی که اختلاف دامنه ی طول نسبی در آنها کمتر باشد، متقارن ترند؛

طول نسبی مینیمم – طول نسبی ماکزیمم = اختلاف دامنه ی طول نسبی (DRL)

8-   طول نسبی کوتاه ترین کروموزوم (S%) : این شاخص نیز برای تعیین و مقایسه تقارن کاریوتیپ کاربرد دارد. ژنوتیپ هایی که طول نسبی کوتاه ترین کروموزوم (S%) بیشتری دارند، از لحاظ کاریوتیپ متقارن ترند.

100×طول بلند ترین کروموزوم/طول کوتاه کروموزوم= طول نسبی کوتاه ترین کروموزوم(S%)

9-   حجم کروموزوم(V): از این شاخص نیز برای توصیف کاریوتیپ برخی از گیاهان (از جمله پنبه و چای) استفاده شده است(مادوپارانا و همکاران،1992) که نحوه  ی محاسبه آن به شرح زیر است

V=πr²h

14/3=π ، r نشان دهنده شعاع کروموزوم و h طول کروموزوم است.

منبع: وبلاگ مقالات شیلات

نارسايي هاي توليدمثلي در ماهيان پرورشي

سيد مرتضي ابراهيم زاده

مقدمه

متاسفانه بسياري از ماهيها، در زمان پرورش، در روند توليدمثلي خود دچار نقصان مي شوند. در مولدين ماده، تحت شرايط پرورشي، رسيدگي نهايي اووسيت(FOM) و به تبع آن تخمك گذاري(اوولاسيون) و تخم ريزي ديده نمي شود(Zohar, 1988, 1989,) در مولدين نر نيز تحت اين شرايط حجم اسپرم (مايع مني و اسپرماتوزوآ) كاهش يافته و كيفيت نازلي پيدا مي كند(Billard, 1986, 1989..). دستكاري عوامل محيطي مختلف از قبيل دما، دوره ي نوري، حوضچه ي پرورشي از لحاظ عمق و حجم، وجود مواد تحريك كننده مانند پوشش گياهي و ... در بيشتر اوقات سبب بهبود و تسريع در تخم ريزي مي گردد(ابراهيم زاده، 1386).

  بهر حال، در برخي از مواقع تنها راه كنترل توليدمثل در ماهيهاي پرورشي استفاده از هورمون براي القاء تخم ريزي مي باشد. روش هاي مختلفي براي استفاده ازهورمون در ماهيها، تحت شرايط پرورشي مورد استفاده قرار گرفته است. نخستين روش بكار گرفته شده استفاده از هيپوفيز ماهي رسيده حاوي گنادوتروپين ، بوده است. امروزه از هورمون هايي كه بطور مصنوعي توليد مي گردند و توان بالايي در آزاد سازي هورمون آزادكننده ي گنادوتروپين(GnRH) دارند، استفاده مي شود.

چرخه ي توليدمثلي در ماهيان استخواني

سيستم كنترل غدد درون ريز توليدمثل در ماهيان استخواني بر اساس محور هيپوتالاموس – هيپوفيز- غدد جنسي، مشابه ي پستانداران، مي باشد. هيپوتالاموس عامل آزاد كننده ي گنادوتروپين (GnRH) را توليد مي نمايد.هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين بر غده ي هيپوفيز تاثير گذاشته و سبب سنتز و رهاسازي هورمون هاي گنادوتروپين (GtHs) كه نقش آن سوق دادن غدد جنسي(تخمدان و بيضه) به سمت توليد سلول هاي جنسي مي باشد، مي شود تحت شرايط طبيعي ، ساز و كار بازخوردي در ماهي وجود دارد كه ترشح گنادوتروپين را محدود  مي كند. اين ساز و كار ماده ي شيميايي به نام دوپامين مي باشد كه مانع فعاليت هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين مي شود. دو نوع GtH كه داراي ساختار و نقش شيميايي متفاوت مي باشند، در ماهيان استخواني تشخيص داده شده است: GtH I (يا FSH)، در مراحل آغازين گامتوژنز (ويتلوژنز و اسپرماتوژنز) نقش دارد و GtH II (يا LH ) رسيدگي نهايي ائوسيت(FOM)، اسپرميوژنز و اسپرميشن را تنظيم مي نمايد. GtH II پلاسما درست قبل از مرحله ي اسپرميشن و رسيدگي نهايي اووسيت افزايش يافته و باعث تعويض توليدات استروئيدوژنيك و آندروژنيك (تستوسترون(T ) و 11- كتو- تستوسترون (11-KT ) در ماهيان نر و 17- بتا استراديول و استرون در ماهيان ماده) با توليدات پروژستونيك (مانند 17- آلفا- 20- بتا- دي هيدروكسي – 4 پروژن -3- وان و 17- هيدروكسي پروژسترون) به ترتيب در سلول هاي درون شبكه اي بيضه و سلول هاي لايه ي تك تخمدان مي گردد(ابراهيم زاده،1387). هورمون هاي پروژستوني سبب رسيدگي نهايي اووسيت در ماهي ماده و تنظيم اسپرميشن در ماهي نر (تحريك توليد مايع مني و رسيدگي اسپرماتوزوآ) شده و بر روي رفتار جنسي تاثير مي گذارد.بخش اعظم فرآيند جذب آب اسپرم وابسته به گنادوتروپين ها مي باشد .اين هورمون ها باعث اسپرميشن شده و حجم اسپرم را افزايش مي دهند. بسياري از مشكلاتي كه در زمينه ي تكثير ماهيان  استخواني مشاهده مي شود(عدم انجام رسيدگي نهايي ائوسيت، اوولاسيون، اسپرميشن و يا رهاسازي خودانگيز سلول هاي جنسي) در نتيجه ي نقص در انتشار GtH II بوسيله ي هيپوفيز مي باشد   (ابراهيم زاده، 1386).

 نارسايي هاي توليدمثلي در ماهيان پرورشي

مانند بسياري از حيوانات كه در شرايط اسارت نگهداري مي شوند، ماهيها پرورشي نيز در روند توليدمثلي خود دچار مشكل مي شوند. اين نقص توليدمثلي به احتمال زياد ناشي از استرس شرايط پرورشي و نبود شرايط محيطي مناسب مي باشد. اگرچه، در بسياري از مواقع بعد از گذشت چندين سال و ايجاد نسل جديد و پرورش در محيط اسارت، مشكلات توليدمثلي كاهش مي يابد. نمونه خوب از اهلي شدن ماهيها را مي توان در سيم دريايي (Sparus auratus ) مشاهده نمود. زمانيكه پرورش اين گونه ي مديترانه ايي در سال 1970 آغاز گرديد، تنها از طريق تزريق هورمون مقداري تخم از آن استحصال مي گرديد. اين ماهي حتي پس از تزريق نيز قادر به تخم ريزي طبيعي نبود و  تخم ها از طريق دستي از بدن ماهي مولد خارج مي گرديد( ( Gordin and Zohar, 1978 با گذشت زمان و ايجاد نسل هاي جديد ، اتكا پرورش اين ماهي به تزريق هورمون بطور چشمگير كاهش پيدا نمود. امروزه اين ماهي را از طريق دستكاري  دوره هاي نوري بدون استفاده از هورمون تكثير مي كنند

مشكلات توليدمثلي ماهيان پرورشي بيشتر مربوط به جنس ماده مي باشد. اين مشكلات را مي توان در سه گروه طبقه بندي نمود:

1-   مهمترين مشكلي كه مارماهي آب شيرين(جنس Anguilla ) مثال خوبي از آن است، انجام نشدن عمل زرده سازي(ويتلوژنز) و اسپرم سازي(اسپرماتوژنز) در ماهيها، تحت شرايط پرورشي مي باشد. در طبيعت غدد جنسي مارماهي اروپايي(anguilla Anguilla) در زمان مهاجرتِ 18 ماهه از رودخانه ي محل زيست اين ماهي تا اعماق درياي سارگاسو، رسيده شده و در آنجا تخم ريزي    انجام مي گيرد. اعتقاد بر اين است كه مارماهي در شرايط پرورشي قادر به طي اين مسير و مهاجرت نيست و اين باعث عدم رشد غدد جنسي در اين ماهي مي گردد. ماهي آمبرجك(Seriola dumerili ) و كفال خاكستري (Mugil cephalus ) نيز جز اين گروه قرار دارند(Fontaine, M., 1975. (

2- مشكل دومي كه در روند توليدمثل ماهيان پرورشي بروز مي كند، انجام نشدن رسيدگي نهايي اووسيت(FOM ) مي باشد. در برخي از اين ماهيها شاهد زرده سازي تخمك هستيم ولي در فصل توليدمثل تخمك هاي زرده دار به رسيدگي نهايي و تخمك گذاري (اوولاسيون) نمي رسند و در ادامه ازبين رفته و جذب بدن مي گردند. اين نارسايي رايج ترين مشكل توليدمثلي در صنعت آبزي پروري مي باشد و تحقيق هاي زيادي در زمينه ي دستكاري هورموني اين ماهيها براي القاء رسيدگي نهايي، تخمك گذاري و تخم ريزي انجام گرفته است . 

3-   سومين مشكل، انجام نگرفتن تخم ريزي در انتهاي چرخه ي توليد مثلي مي باشد. در گونه هايي كه اين مشكل بروز مي كند، تحت تاثير محرك هاي محيطي و فيزيولوژيكي رسيدگي نهايي ائوسيت و تخمك گذاري انجام مي گيرد اما اين تخمك ها قادر به خروج از بدن نيستند. در آزاد ماهيان اين تخمك ها در حفره ي شكمي باقي مانده و طي چند ماه جذب بدن مي گردند. در اين نوع ماهيها استحصال تخمك به روش دستي و لقاح نيزبصورت مصنوعي انجام مي شود. در اين حالت دانستن زمان دقيق تخم كشي بسيار ضروري است، چون تخمك هاي اوولاسيون يافته(خارج شده از فوليكول) بعد از مدتي ،كه با توجه به نوع گونه و دماي محيط از چند دقيقه تا چند هفته متغير است، فوق رسيده شده و قادر به انجام عمل لقاح نخواهند بود. از آنجايي كه مولدين در يك زمان خاص تخمك گذاري نمي كنند، ممكن است بررسي تخمك گذاري مولدين براي چند هفته بطول بيانجامد كه اين امر، به نيروي انساني زيادي نياز داشته و در اثر دستكاري زياد، مولدين آسيب مي بينند. اين صدمات اثر منفي بر روي فرآيند رسيدگي جنسي و كيفيت تخمك دارد.

در مولدين نر تحت شرايط پرورشي فقط كاهش اسپرم و تنزل كيفيت آن ديده مي شود. بطوريكه در چندين آزمايش بر روي برخي از ماهيها اين نتيجه حاصل گرديد كه زمانيكه مولدين وحشي در فصل تخم ريزي به محيط پرورشي انتقال داده شدند، مولدين نر اسپرم هاي غير فعال يا اسپرم هايي با لزوجت بالا  توليد نمودند .(لزوجت بالاي اسپرم مانع عمل لقاح مي شود)مشكل ديگري كه در مولدين نر در شرايط پرورشي ديده مي شود اينست كه ميزان اسپرم توليد شده توسط اين ماهيها براي انجام عمل لقاح در مراكز تكثير كافي نيست Mylonas, C.C., Zohar, Y.,2001)).

كاهش سطح هورموني ماهيهاي پرورشي

  انجام نشدن عمل رسيدگي نهايي اووسيت، تخمك گذاري و تخم ريزي در ماهيهاي پرورشي گوياي اين حقيقت است كه مولدين در استخر هاي پرورشي، شرايط محيطي موجود در در مكان هاي توليدمثلي خود را تجربه نمي كنند. بسياري از ماهيهاي  پرورشي صدها تا هزاران كيلومتر را براي رسيدن به محيط هاي مناسب براي بقا نوزادان خود، طي مي كنند. در طول اين مهاجرت ها ماهي تغييرات محيطي مختلفي از قيبل شوري، پارامترهاي شيميايي آب ، دما ، عمق آب و مواد مختلف موجود در محيط ها متفاوت را تجربه مي كند. مجموعه اين تغييرات باعث تنظيم عملكرد غدد درون ريز و رسيدگي نهايي اووسيت ، تخمك گذاري و تخم ريزي در اين ماهيها مي گردد. در غياب چنين محرك هاي طبيعي، ماهيهاي پرورشي در مرحله ي زرده سازي باقي مانده و به دنبال آن ائوسيت ها از بين رفته و جذب بدن مي گردند. در گونه هاي اب شيرين قرار دادن ماهي در مكان هايي كه محرك هاي طبيعي وجود دارد باعث تخم ريزي شده است. بهرحال، برقراري چنين شرايط پيچيده ي محيطي در مراكز تكثير براي بسياري از گونه ها امكان پذير نيست.

اولين تجربه ي موفق دخالت در سيستم غدد درون ريز ماهي، تزريق عصاره ي هيپوفيز ماهي رسيده، به مولدين پرورشي بود. به دنبال اين آزمايش پيشنهاد شد كه غده ي هيپوفيز مولدين تحت شرايط پرورشي داراي هورمون مورد نياز براي تحريك تخم ريزي مي باشد. سؤال اينجاست كه با وجود هورمون موجود در هيپوفيز چرا ماهي مولد قادر به تخم ريزي نيست؟ مطالعه هاي بيشتر نشان داد كه ماهيهايي كه در شرايط پرورشي تخمك گذاري نمي كنند، هورمون هاي تحريك كننده ي رسيدگي نهايي ائوسيت و تخمك گذاري –يعني GtH IIيا  LH – در هيپوفيز توليد و ذخيره مي گردد ولي به داخل خون آزاد نمي گردد. به دنبال آن، هورمون LH به اندام هدف كه تخمدان ها مي باشند    نمي رسد تا رسيدگي نهايي ائوسيت اتفاق بيافتد. در آزمايش هاي مختلف مشاهده شده كه در ماهيان مولد، در محيط طبيعي، طغيان LH پلاسما باعث اتمام مراحل رسيدگي جنسي مي گردد اما در مولدين پرورشي سطح  LH پلاسما پايين و بدون تغيير باقي مي ماند و اين امر باعث ازبين رفتن تخمك هاي داراي زرده مي شود. اين در شرايطي است كه سطح LH و mRNA ، در هيپوفيز ماهي پرورشي و ماهي وحشي تفاوتي ديده نمي شود Mylonas, C.C., Zohar, Y.,2001)). خلاصه ي مطالب بيان شده اينست كه انجام نشدن رسيدگي نهايي ائوسيت، تخمك گذاري و تخم ريزي در بسياري از ماهيهاي پرورشي به خاطر آزاد نشدن LH از هيپوفيز به داخل خون مي باشد. اين نتيجه، با بكار بردن هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين(GnRH ) براي تحريك آزاد سازي LH  از هيپوفيز مورد تاييد قرار گرفته است.

 منبع: وبلاگ سید مرتضی ابراهیم زاده.

هورمون در آبزی پروری ماهیان باله دار

ادوارد ام. دُنالدسُن

مشاور آبزی پروری و شیلات ونکوور غربی، کانادا

مترجم: سید مرتضی ابراهیم زاده

رئوس مطالب

- مقدمه

- رسیدگی نهایی، تخمک گذاری(اوولاسیون) و اسپرمیشن

- هورمون های آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه ( GnRHa و LHRHa) در تخم ریزی القایی

- روش های اجرا

- ضد دوپامین

- ممانعت کننده های ضد استروژن و آروماتاز

- کنترل تمایز جنسی

- متغیرهای اساسی در کنترل تمایز جنسی

- انتخاب آندروژن یا استروژن

- نکات بهداشتی و محیطی

- رشد

- بکارگیری هورمون رشد برون زا

- تکامل ماهی با افزایش هورمون رشد درون زا

- جمع بندی

- کتاب شناسی

مقدمه

واژه ی هورمون مشتق شده از یک لغت یونانی به معنی " به هیجان آوردن یا تنظیم جهش" می باشد. هورمون ها ترکیبات آلی می باشند که بوسیله ی غدد درون ریز سنتز شده و نوعا در خون به بافت ها یا اندام های دیگر فرستاده شده و در آنجا با گیرنده های هورمون برای تغییر کنش سلول، اثر متقابل دارند. کنش های کلیدی از قبیل رشد، تولیدمثل، تنظیم فشار اسمزی، متابولیسم و پاسخ استرس بوسیله هورمون ها تنظیم می شود. برخی از هورمون ها در فرآیندهای هموستازی از قبیل هماهنگی در فرآیند گامتوژنز، دخیل می باشند. بسیاری از هورمون ها بوسیله ی سیستم اعصاب مرکزی(CNG) کنترل می شوند.هیپوتالاموس هورمون های آزاد کننده و عوامل ممانعت کننده را که در کنش متقابل با هیپوفیز می باشند،تولید نموده و سبب تنظیم تولید و رهاسازی هورمون های انفرادی هیپوفیز می شوند. این هورمون های هیپوفیز در برگشت به اندام های درون ریز هدف، سبب تنظیم سنتز هورمون هایی می شوند که در این اندام ها تولید می شوند.برای اطلاع از مطالعه های اولیه در زمینه ی هورمون های ماهی به رساله ی Pickford و Atz(1)مراجعه کنید.

ساختار پپتیدی و پروتئینی هورمون هایی از قبیل آنهایی که در هیپوتالاموس و هیپوفیز تولید می شوند، از زمانهای دور شناخته شده است. بسیاری از هورمون های ماهی، از این نوع، از لحاظ زیستی فعال می باشند ولی در پستانداران اینگونه نیست. به عبارت دیگر، هورمون های پپتیدی و پروتئینی پستانداران اغلب در ماهیان فعال هستند، اگرچه لزوما هورمون های طبیعی ماهی اینگونه فعال نیستند.بنابراین، هورمون استرس ،کورتیزول و استروژن،17 استرادیول، در ماهی و بسیاری از پستانداران وجود دارد در حالیکه آندروژن ویژه ی جنس نر در بسیاری از ماهیها 11-کیتوتستوسترون می باشد تا تستوسترون. اساسا استروئیدهای مسوول رسیدگی نهایی ماهیها، 17-20-دی هیدروکسی- 4- پریگنن-3-وان یا 17-20-21-تری هیدروکسی-4-پریگنن-3- وان می باشند(2). 

تا به امروز از هورمون های شناخته شده موجود در ماهیان باله دار، تعداد نسبتا کمی در آبزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند.اگرچه، آنهایی که مورد بهره برداری قرار گرفته اند نقش تعیین کننده ایی در سیستم های تولیدی آبزی پروری داشته اند و در یک چارچوب تنظیمی مناسب  و در یک اسلوب ایمن و قابل تحمل، افزایش استفاده از آنها، دور از انتظار نیست. ما در این مقاله توجه خود را بر روی آن دسته از هورمون هایی که اخیرا برای تنظیم تولیدمثل و تمایز جنسی در ابزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند و هورمون هایی که ممکن است در آینده برای تنظیم رشد از آنها استفاده گردد، متمرکز نموده ایم.

 رسیدگی نهایی، تخمک گذاری(اوولاسیون) و اسپرمیشن

در ابتدا و تا به امروز، شاید اصلی ترین کاربرد هورمون ها در آبزی پروری، القاء رسیدگی جنسی ماهیان باله دار، در شرایط اسارت بوده است. استفاده ی هورمون در این زمینه دارای  چندین هدف است؛ از قبیل، القاء تخمک گذاری (اوولاسیون) و اسپرمیشن در ماهیانی که در شرایط اسارت به رسیدگی نهایی نمی رسند، جلو انداختن زمان تخم ریزی در ماهیانی که در شرایط پرورشی به رسیدگی می رسند، همزمان سازی تخم ریزی در ماهیانی که در یک دوره ی طولانی تخم ریزی دارند و همزمان سازی زمان تخم ریزی گونه های نزدیک که در برنامه ی دورگه گیری شرکت می کنند. در گونه هایی که قبلا پرورش آنها بر مبنای صید ماهیان جوان از محیط طبیعی می بود، توسعه ی فن آوری تخم ریزی القایی در ایجاد پایداری ذخایرطبیعی آنها سهیم بوده است.

برای اولین بار در سال 1930 در برزیل زمانیکه Ihering(3) هیپوفیز هموژنیزه ماهی را برای القاء تخم ریزی تزریق نمود، هورمون ها در آبزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند. استفاده از هیپوفیز هموژنیزه تا به امروز نیز ادامه دارد. اگرچه برخی معایب از قبیل فقدان همگونی در تهیه ی بیشتر هیپوفیزها، وجود هورمون های دیگر علاوه بر گنادوتروپین ها، قیمت بالای هیپوفیز ماهی و در برخی از موارد، کنترل کیفی ضعیف در تولید هیپوفیز خشک در استفاده از هیپوفیز وجود دارد. هیپوفیز ها ترجیحا از ماهیان رسیده که محتوای گنادوتروپین در حداکثر میزان خود می باشد، جمع آوری می شود و یا بلافاصله مورد استفاده قرار می گیرد، مستقیما روی یخ خشک منجمد می گردد، یا از طریق استن سرد برای حذف آب، قبل از خشک کردن،  فرآوری می شود. هیپوفیز گونه های دهنده که بطور موفقیت آمیز مورد استفاده قرار گرفته شامل کپور معمولی و سایر کپورها و چندین گونه ی آزاد ماهی می باشد.بعلت پدیده ی اختصاص گونه ای داشتن گنادوتروپین ماهیها، استفاده از هیپوفیز مشابه یا گونه های نزدیک بهم توصیه می شود.

گنادوتروپین نیمه خالص و خالص از هیپوفیز ماهی بدست آمده است، بویژه گنادوتروپین نوع دوم،که مشابه هورمون LH (هورمون محرک جسم زرد) می باشد. اگرچه، استفاده از این هورمون ها اساسا به دلایل اقتصادی به تحقیق و توسعه محدود شده است.گنادوتروپین جفت انسان (HCG)،که از ادرار زنان باردار استحصال می شود، در چندین گونه ی ماهیان باله دار از قبیل کپور ماهیان، کفال و   سی باس موثر بوده است. برای مرور تخم ریزی القایی در ماهی به منابع 4-8 مراجعه کنید.

هورمون های آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه ( GnRHa و LHRHa) در تخم ریزی القایی

مهم ترین پیشرفت در فن آوری تخم ریزی القایی در ماهیان باله دار ، کاربرد هورمون آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه(GnRHa) در دو دهه ی گذشته بوده است.این هورمون ها سنتز و آزاد سازی گنادوتروپین های درون زا ماهی را تحریک می نمایند و بنابراین این عقیده وجود دارد که بیشتر به فرآیند رسیدگی طبیعی ماهی نزدیک می باشد. هورمون آزاد کننده ی گنادوتروپین طبیعی دکا پپتید می باشد به این معنی که از 10 آمینو اسید تشکیل شده است.چندین فرم طبیعی از این هورمون ها شناسایی شده است که در یک یا چند آمینو اسید با هم تفاوت دارند. در برخی از گونه های ماهی، دو یا سه فرم متفاوت در گونه های مشابه دیده شده است. بنابراین، سیم دریایی حاوی GnRH سیم دریایی، GnRH آزاد ماهیان، GnRH II جوجه می باشد(3). عملکرد جداگانه ی این فرم های مختلف روشن نشده است. GnRH های طبیعی در هنگامی که در ماهیان مورد استفاده قرار می گیرند، فعالیت نسبتا ضعیفی دارند، اگرچه ، مشابه ی صناعی از این هورمون های تولید شده که پیوستگی بیشتری با گیرنده های هیپوفیز داشته(10) و مقاومت آنها در برابر آنزیم ها بالاتر می باشد(11).نوعا، آنالوگ ها در موقعیت 6 با یک دی آمینو اسید مناسب از قبیل دی آلانین (D-Ala) و دی آرژنین(D-Arg) تعویض می شوند و گلیسین در موقعیت 10 حذف شده و با یک گروه اتیل آمید جایگزین می شود(5). GnRH آنالوگ که استفاده ی قابل ملاحظه ایی در آبزی پروری دارند شامل GnRH پستانداران [D-Ala6, des-Gly10] (بصورت [D-Ala6, des-Gly10] LHRH نیز شناخته می شود) و GnRH آزاد ماهیان [D-Arg6, des-Gly10] می باشد.چندین آنالوگ قوی در بدن ماهی موثر هستند  مشروط بر اینکه از منابع قابل اطمینان و خلوص پپتیدی بالایی برخوردار باشند.دز تیپیکال از محدوده ای بین 5 تا 100 گرم در کیلوگرم بسته به نوع گونه، رسیدگی مولدین، طبیعت و خلوص GnRH آنالوگ و در گونه هایی که ممانعت کننده ی دوپامین مانع اثر گذاری این هورمون می شود، ضد دوپامینی که مورد استفاده قرار می گیرد، متغیر می باشد.  

روش های اجرا

روش های مختلفی برای استفاده از GnRH آنالوگ توسعه یافته است(12).این روش ها عبارتند از تزریق داخل صفاقی یا تزریق عضلانی در محلول آبی، تزریق در فرم آزاد کننده ی کُند، به عنوان مثال میکروکپسول ها، کاشت GnRH در ترکیب با یک قرص کلسترولی یا پلیمری، استفاده ی خوراکی در محلول یا در غذا و غوطه وری در محلول GnRH با یا بدون در معرض فراصوت(Ultrasound) قرار دادن.تزریق در بسیاری از ماهیان بویژه در ماهیان گرمابی موثر می باشد. کاشت هورمون برای گونه های سردآبی، از قبیل آزاد ماهیان، مفید می باشد بطوریکه نیاز به دو تزریق برداشته شده و برای گونه هایی که دارای تخم ریزی مکرر می باشند، مانند سیم دریایی، سودمند است.استفاده ی خوراکی و غوطه وری برای تنظیم تخم ریزی گونه هایی که در شرایط دستکاری دچار استرس می شوند، توصیه می شود.

ضد دوپامین

تعدادی از ماهیان ، بویژه  کپور ماهیان، در نتیجه ی اثر بازدارندگی دوپامین در رها سازی گنادوتروپین، بطور ناچیز به GnRH/LHRH تزریقی پاسخ می دهند(15).این بازدارندگی بوسیله ی استفاده ی توام ضد دوپامین و GnRH آنالوگ رفع می گردد(16).ضد دوپامین هایی که بطور موفقیت آمیز برای این هدف در ماهی مورد استفاده قرار گرفته اند عبارتند از دُمپریدون(domperidone)(7) ، پیموزاید (pimozide)(15) ، متوکلوپرامید(metoclopramide)(17) و سولپیراید(sulpiride)(18).دُز مناسب در محدوده ی 5-20 میلی گرم در کیلوگرم بسته به نوع ضد دوپامین، نوع گونه، رسیدگی مولدین و دُز GnRH می باشد. دُمپریدون(Motilium)، که در آب نامحلول می باشد در یک سوسپانسیون آبی تزریق می شود یا در پروپیلن الکل یا دیگر محلول های مناسب حل می شوند(19). استفاده ی خوراکی  GnRHنیز  امکان پذیر است(14).   

ممانعت کننده های ضد استروژن و آروماتاز

با دستکاری مکانیزم های بازخوردی کنترل کننده ی GnRH درون زا و ترشح گنادوتروپین، می توان اوولاسیون را القاء نمود. بنابراین،ممکن است از ضد استروژن هایی از قبیل تاموکسی فین(tamoxifen) برای القاء اوولاسیون استفاده نمود(a 9 1 ) . اخیرا، نشان دادیم که اوولاسیون(20) و اسپرمیشن در آزاد ماهی اقیانوس آرام با استفاده از ممانعت کننده ی آروماتاز، فادروزول(fadrozole)، که بازدارنده ی بیوسنتز استروژن می باشد، عملی است(21 و 22).بهر حال، تحقیقات آینده برای تعیین اینکه چگونه می توان این یافته را بصورت یک تکنیک عملی درآورد، ضروریست.

کنترل تمایز جنسی

هورمون ها، بویژه آندروژن و استروژن، نقش مهمی در توسعه فن آوری تولید ذخایر ماهیان تک جنس و ماهیان عقیم ، بر عهده دارند. در چندین گونه، یک جنس نسبت به جنس دیگر دارای ارزش بیشتری است به عنوان مثال ، در جایی جنس ماده ارزشمند است. در دیگر گونه ها پرورش تک جنسی اجرای کارآمدتر سیستم تولیدی را تسهیل می کند، به عنوان نمونه، در جایی که یک جنس تا اندازه ی بازاری سریع تر رشد می کند یا در جایی که یک  جنس مستعد رسیدگی جنسی پیش از موعد قبل از رسیدن به اندازه ی بازاری می باشد.

همچنین، تولید ذخایر تک جنس یا عقیم وسیله ایی برای محدودیت تولیدمثلی گونه های غیر بومی یا ذخایر تغییر یافته ی ژنتیکی می باشد(23-27).

گونه ایی که بصورت تک جنس در مقیاس تولیدی پرورش داه می شود شامل چینوک سالمون، گونه ایی که بصورت ماده های تک جنس بصورت کاملا تجاری برای یک دهه در کانادا پرورش داده می شود، و قزل الای رنگین کمان که امروزه در چندین کشور بصورت ماده های تری پلوئید تک جنس پرورش داده می شوند، می باشد. تیلاپیای نر تک جنس بصورت وسیع در چند کشور توسعه پیدا کرده است. از گونه هایی که در آینده فن آوری تک جنس در مورد آنها قابل اعمال می باشد می توان به دیگر آزاد ماهیان، از قبیل، آزاد ماهی اقیانوس اطلس و کوهو سالمون، ماهی پهن، از قبیل توربوت و هالیبوت که ماده های آنها نسبت به نرها سریع الرشد تر هستند، کپور ماهیان، کفال، سی باس و گربه ماهی اشاره نمود. دو رویکرد متمایز، مستقیم و غیر مستقیم،  برای کنترل جنسیت وجود دارد(25).

در روش مستقیم، تولید ماهی با یک آندروژن یا استروژن مناسب، معمولا در طول تکامل اولیه ماهی برای القاء تمایز غدد جنسی به جنس مورد نظر، انجام می گیرد.این روش بطور وسیع برای تولید تیلاپیای نر تک جنس مورد استفاده قرار گرفته است (29 و 30). بهر حال، این روش به تدریج بوسیله ی روش غیر مستقیم تازه توسعه یافته برای تیلاپیا جایگزین گردید(31). در روش غیر مستقیم، درمان هورمونی در نسل قبلی اعمال می شود نه روی ماهیان تولیدی. در این روش با تولید اسپرم های تک جنس زمانیکه برای لقاح تخم های طبیعی استفاده می گردند، تولید ماهیان تک جنس می نمایند. بنابراین در آزاد ماهیان که ماهیان ماده از نظر ژنتیکی هموگامتیک می باشند]یعنی دارای کروموزوم xx هستند،  [ ماده ها در مرحله ی آلوین (لاروهای دارای کیسه ی زرده) بوسیله ی غوطه وری و در برخی موارد بوسیله ی غذا در مرحله ی شروع تغذیه برای تولید ماهیان نر فنوتیپی اما ماده ی ژنتیکی درمان می شوند. زمانیکه این ماهیان رسیده شدند، آنها اسپرم های تک جنس تولید نموده که در لقاح با تخم های نرمال ، تولید فرزندان ماده ی تک جنس می نمایند. برای توسعه ی ذخایر آزاد ماهیان تک جنس ماده نیاز به جدا سازی ماده های نرزاد از ماده های طبیعی می باشد. این عمل بطور سنتی توسط تست فرزندان انجام می گیرد، اگرچه، توسعه ی کاوش(پروب) DNA ویژه ی کروموزوم Y ،این فرآیند را در تعدادی از آزاد ماهیان تسهیل نموده است(32 و 33). تولید غیر مستقیم ذخایر نر تک جنس در گونه های هموگامتیک نیاز به مراحل بیشتری در مقایسه با تولید ذخایر ماده ی تک جنس دارد؛ به این خاطر که این روش بستگی به تولید فوق نرهای دارای کروموزوم YY ، دارد(31 و 34).در گربه ماهی، تولید نرهای تک جنس از طریق درمان تغذیه ایی نر های ژنتیکی(حاوی کروموزوم های XY) با استروژن( یا آندروژن) برای تولید ماده های فنوتیپی حاوی کروموزوم های XY انجام می گیرد. زمانیکه ماهیان به رسیدگی رسیدند، این ماده ای XY با نر های طبیعی XY لقاح داده می شوند.فرزندان حاصل از این آمیزش دارای نسبت 3(نر):1(ماده) می باشند. یک سوم از این نرها دارای کروموزوم های YY هستند(بوسیله ی تست فرزندان مشخص می شود)، که در زمان رسیدگی تولید اسپرم های نر تک جنس می نمایند. هنگامی که این اسپرم ها برای لقاح تخم های طبیعی مورد استفاده قرار می گیرند، نتیجه جمعیت نر تک جنس می باشد.مطالعات  مروری که در زمینه ی فن آوری کنترل جنسیت در ماهی وجود دارد می توان به Hunter و  Donaldson (35) ، Shelton (36) ، Pandian و  Sheela (37)، Donaldson و همکاران(38)، Donaldson(6) و Piferrer (39) اشاره نمود.

متغیرهای اساسی در کنترل تمایز جنسی

انتخاب آندروژن یا استروژن

عوامل مختلفی در موفقیت کنترل هورمونی جنسیت دخیل می باشند. انتخاب یک آندروژن یا استروژن مناسب حائز اهمیت است. در آندروژن ها ، تستوسترون آندروژن ضعیفی می باشد در حالیکه آندروژن غیر قابل آروماتیزه شدن (حلقوی شدن) ، 11-کیتو تستوسترون، موثر بوده ولی برای استفاده گران می باشد. آندروژن مصنوعی ،17-متیل تستوسترون، در بسیاری از گونه ها موثر می باشد. اگرچه، در زمانیکه این هورمون در دُزهای بالا مورد استفاده قرار گیرد می تواند منجر به ماده زادی متضاد شود. واژه ی ماده زادی متضاد در تشریح ظهور خصوصیات جنس ماده در زمانیکه از دُز بالای آندروژن استفاده گردد، بکار می رود. این پدیده در زمانی اتفاق می افتد که آندروژن استفاده شده در بدن به استروژن آروماتیزه می شود. آندروژن مصنوعی غیر قابل آروماتیزه شدن،  17- متیل دی هیدروتستوسترون یک عامل نرزاد موثر در آزاد ماهیان(40) و تیلاپیا (41) می باشد.در برخی از گونه ها، از قبیل گربه ماهی، نر زادی با هیچ یک از آندروژن هایی که تا به امروز مورد آزمون قرار گرفته اند، امکان پذیر نمی باشد، اگرچه، ماده زادی بدون مشکل قابل اجراست(34 و 42).در مورد استروژن ها، استروژن طبیعی 17- استرادیول موثر و استروژن مصنوعی17-اتینیل استرادیول نیز موثر و قوی تر می باشد(43). 

دُز و زمان

دُز بر اساس نوع گونه، استروئید استفاده شده و روش بکارگیری آن متفاوت می باشد.درمان هورمونی باید در طول دوره ی ناپایدار یعنی دوره ایی که ماهی به درمان آندروژنی و استروژنی پاسخ می دهد، انجام گیرد(28). در گونه های جدید اولین گام تعیین زمانِ تمایز مرفولوژیکی جنسیت، از طریق مطالعات بافت شناسی می باشد. برای گونه هایی که قبل از آغاز تغذیه ی خارجی از طریق غوطه وری درمان می گردند،برای مثال در آزاد ماهیان، دُز آندروژن در محدوده ی 400-2000 گرم در لیتر بصورت غوطه وری در آب موثر است.نوعا، آندروژن در اتانل یا دیگر حلال های مناسب قبل از ترکیب با آب حل می شود. چرخش آب غوطه وری برای چرخش تخم و لارو بوسیله ی هوادهی یا پمپ های چرخشی و زیاد نبودن تعداد تخم ها  یا لاروها در هر لیتر، حائزاهمیت است.یک زمان غوطه وری مناسب 2 ساعت می باشد، اگرچه، مطالعات ایزوتوپی نشان می دهد که باز جذب هنوز در این مدت زمان پایین می باشد(44). موفقیت در این زمینه زمانی حاصل می شود که دوره ی غوطه وری طولانی تر و در دمای پایین صورت پذیرد.برخی از گونه های ماهی به یک غوطه وری در طول زمان ناپایدار پاسخ می دهند در حالیکه برخی دیگر نیاز به تکرار دوره ی درمانی در دوره ی ناپایدار یا ترکیبی از غوطه وری و درمان غذایی نیاز دارند(45).دُز نرزادی از 1 تا 3 میلی گرم در کیلوگرم غذا در آزاد ماهیان تا 60 میلی گرم در کیلوگرم غذا در تیلاپیا متغیر می باشد(30). در گونه هایی از قبیل سی باس مدیترانه ایی تمایز جنسی دیر اتفاق می افتد.موفقیت در زمینه ی تغییر جنسیت در این گونه با درمان غذایی حاوی 17- متیل تستوسترون با دُز 10 میلی گرم در کیلوگرم ، 126 روز پس از لقاح و ادامه آن تا 100 روز ، بدست آمده است(47).دُز بالاتر آندروژن برای نر زادی می تواند سبب عقیمی ماهی شود(48-50).

 نکات بهداشتی و محیطی

آندروژن و استروژن مورد استفاده در آبزی پروری ، استروئیدهای قوی هستند که می بایست با دقت زیاد مورد استفاده قرار گیرند. افرادی که با این مواد کار می کنند باید از تماس پوستی یا استنشاق آنها خودداری کنند.باید از بکاربردن هورمون های مشابه از قبیل دی اتیل استیل بسترول، که یک عامل سرطانزای شناخته شده برای دستگاه تولیدمثل انسان ها می باشد، خودداری شود. فاضلاب حاوی آندروژن یا استروژن باید به داخل حجم بزرگ آب یا جریان آبی فرستاده شود تا در آنجا آنقدر رقیق شود تا به غلظت مناسب برسد یا به گودال های زیر زمینی جایی که از منابع آب خانگی به دور باشد فرستاده شود. استفاده از آندروژن یا استروژن در سیستم های آبی بسته که ماهیهای درمان نشده در همان آب قرار دارند، می تواند منجر به اثرات ناخواسته روی ماهیهای درمان نشده شود(51).

رشد

میانگین سیکل تولیدی ماهیان باله دار پرورشی خیلی بیشتر از سیکل تولیدی ماکیان و پستانداران می باشد. بدین دلیل امکانات سرمایه ایی برای یک مدت طولانی تر اشغال شده و ماهیان در هر سیکل تولیدی در معرض خطرات بیشتر به خاطر عوامل مختلف، از جمله آسیب های ناشی از طوفان، شکار شدن، بیماری و شکوفایی مضر جلبک ها، قرار می گیرند.پیشرفت در زمینه ی کاهش سیکل تولیدی از طریق بهگزینی مولدین، تغذیه ی اصلاح شده و بهبود مزرعه داری قابل حصول است. اگرچه، دانستن اینکه کاهش بیشتر سیکل تولیدی بر مبنای عملی و پایدار  با توجه به دانش ما در زمینه ی سیستم غدد درون ریز امکان پذیر است،جالب توجه می باشد. هورمون هایی که در این مطالعات بیشترین توجه به آنها شده است و تا به امروز موثرترین حالت را در تحریک رشد داشته اند، هورمون رشد هیپوفیز یا سوماتوتروپین (53 و 52) و هورمون های مرتبط با آن از قبیل لاکتوژن جفت گاو(54) می باشد.سوماتوتروپین یک پروتئین با وزن مولکولی در حدود 20000 دالتون است.هورمون های رشد پستانداران در بدن ماهیان موثر هستند؛ این درحالیست که هورمون های رشد ماهی در پستانداران بی اثر می باشد. علاوه بر تحریک رشد، سوماتوتروپین فرآیند اسمولتیفیکیشن(تبدیل ماهی به فرم اسمولت) در آزاد ماهیان را تسهیل می کند(55 و 56) و باعث بهبود ضریب تبدیل غذایی می شود(54).تولید و ترشح این هورمون از غده ی هیپوفیز تحت کنترل محرک (سوماتوکرینین یا هورمون آزاد کننده ی هورمون رشد) و عوامل بازدارنده (سوماتواستاتین) (57) از طریق هیپوتالاموس می باشد.عقیده بر اینست که فعالیت هورمون رشد از طریق واسطه ی فاکتور شبه انسولین (IGF I)(سوماتومدین) انجام می گیرد. اگرچه، تاثیر هورمون رشد روی رشد ماهی با درمان IGF I هنوز بطور کامل پاسخگو نبوده(58)، از این رو پیشنهاد شده که ممکن است هورمون رشد از مکانیزم های دیگر عمل کند یا هنوز امکان استفاده از IGF I  در یک روش کاملا موثر برای تحریک رشد بدون ایجاد مشکلات فیزیولوژیکی که بطور طبیعی همراه با سطح بالای انسولین می باشد، وجود ندارد(59).هورمون های دیگری که برای رشد مورد بررسی قرار گرفته اند عبارتند از : هورمون های آندروژن و تیروئید(a59).دو روش برای استفاده از هورمون رشد وجود دارد. هورمون برون زا می تواند در طول دوره ی مناسب  از سیکل تولیدی استفاده شود یا خود ماهی می  تواند مهندسی شود تا مقدار زیادی هورمون رشد ، که تحت کنترل هیپوتالاموس نیست، در سر تاسر سیکل تولیدی ، ایجاد شود(60).

بکارگیری هورمون رشد برون زا

چندین راه برای استفاده از هورمون رشد در ماهی وجود دارد. هورمون رشد می تواند هفته ایی یا هر دو هفته در شکل مایع بصورت داخل صفاقی تزریق شود یا با فواصل زمانی طولانی تر در فرمالاسیون رسانش پایدار مورد استفاده قرار گیرد(56 و 61).این هورمون همچنین بصورت کاشت های رسانش پایدار از جمله قرص های کلسترولی یا قرص های با پوشش پلیمری (63 و 64) یا پمپ های مینی اُسموتیکی (62 و 65) مصرف می شوند.غوطه وری در محلول هورمون رشد مورد آزمون قرار گرفته است(66). احتمالا عملی ترین روش بکارگیری هورمون رشد بصورت غذایی (67 و 68) یا بصورت تزریق فرمالاسیون رسانش پایدار می باشد. ماهیان باله دار قادر به بازجذب پروتئین ها و پپتید های کامل  از دستگاه گوارش هستند(69 و 70) و روش هایی برای حفاظت هورمون ها در طول عبور از دستگاه گوارش و افزایش بازجذب، مورد بررسی قرار گرفته است(a70).

مزیت های استفاده از هورمون رشد برون زا در مقایسه با ماهیان ترنس ژنیک عبارتست از:

-  استفاده از این روش در یک مرحله ی خاص از زندگی امکان پذیر است؛

- دوره ی بازگیری ممکن است؛ به محدودیت های تولیدمثلی یا فیزیکی نیاز نیست؛

- و نیازی به تولید ماهیان عقیم و نگهداری مولدین خاص در قرنطینه نیست.

معایب این روش شامل موارد زیر است:

- بازده ی افزایش رشد به مانند ماهیان ترنس ژنیک نیست؛

-قیمت هورمون رشد؛

-درمان با هورمون نیاز به دستکاری دارد(به استثناء روش دهانی)؛

-ممکن است تکرار درمان نیاز باشد؛

-نکات کنترلی؛

- نگرانی بالقوه ایی که از باقیمانده ی هورمون در تولیدات و محیط وجود دارد.

تکامل ماهی با افزایش هورمون رشد درون زا

توسعه ی ماهیان ترنس ژنیک با قابلیت افزایش تولید هورمون رشد، وسیله ی دیگری برای افزایش میزان رشد می باشد. موفقیت این روش از طریق ایجاد DNA حاوی همولوگ ها یا ژن های نزدیک به ژن هورمون رشد، بوسیله ی پیش برنده های(پروموتور) ماهی، از قبیل پیش برنده ی ضد یخ روغن ماهی اقیانوس(b70 و 71) و پیش برنده ی متالوتئونئین –B ماهی آزاد قرمز(60) امکان پذیر است. در برخی ماهیان ترنس ژنیک سریع الرشد، افزایش سطح هورمون رشد برای ایجاد بد فرمی در ناحیه ی سر کافیست(71)؛ اگرچه، ماهیان با رشد متوسط دارای ظاهر طبیعی هستند. فن آوری ترنس ژنیک (انتقال ژن) احتمال افزایش یا توقف بخش های دیگر سیستم غدد درون ریز را در پی دارد(72).

مزیت های ماهیان ترنس ژنیک دارای رشد بالا عبارتست از:

-        ظهور رشد استثنایی؛

-        تولید پپتید، درون زا می باشد؛

-         پپتید های مورد استفاده می تواند همولوگ باشد؛

-         نیازی به دستکاری ماهی نیست؛

-         افزایش رشد مداوم است؛

-         خصوصیات بروز یافته قابل توارث است؛

-         و امکان کنترل بروز هورمون رشد در مراحل خاصی از زندگی وجود دارد.

معایب این روش را می توان اینگونه بیان نمود:

-        توسعه و تکامل یک ذخیره ی مولدین واقعی به چندین نسل نیاز دارد؛

-         کنترل سطح بروز تنها از طریق بهگزینی ممکن است و کنترل زمان بروز هنوز امکان پذیر نیست؛

-         پذیرش عمومی کالای مهندسی ژنتیک شده در بازار صادراتی؛

-         نگرانی از استفاده ساختارهای غیر همولوگ؛

-         نگرانی عمومی در مورد خطر پذیری اکوسیستم آبی ،ناشی از فرار احتمالی موجودات آبزی تغییر ژنتیکی داده شده ؛

-         نیاز به قرنطینه ی مولدین؛

-         و عقیم سازی قابل اطمینان ماهیان تولیدی.

بسیاری از مشکلات احتمالی مرتبط با استفاده از هورمون های رشد برون زا یا ماهیان ترنس ژنیک حل شده است و این احتمال وجود دارد که هر دو این فن آوری ها در آینده ی نه چندان دور مورد استفاده قرار گیرد.

جمع بندی

این مرورِ خلاصه از استفاده ی هورمون ها در ماهی، بر روی آندسته از هورمون ها متمرکز شده است که بطور واقعی مورد استفاده قرار گرفته اند یا در شرف استفاده در آبزی پروری می باشند. توجه به این نکته دارای اهمیت است که قابلیت سنجش اسان سطح هورمون در طبیعت ، کارگاههای تکثیر و ماهیان پرورشی وسیله ایی نیرومند، برای مثال، برای ارزیابی استرس و موقعیت های تولیدمثلی ماهی فراهم می کند.

 منبع اصلی :

 Donahdson, E. M. (2000), HORMONES IN FINFISH AQUACULTURE, In: ENCYCLOPEDIA OF AQUACULTURE, Robert R. Stickney, pp: 446-451]